アラキドン酸

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聶 翔、永井 裕崇北岡 志保古屋敷 智之
神戸大学大学院医学研究科・医学部 薬理学分野
DOI:10.14931/bsd.7743 原稿受付日:2018年8月3日 原稿完成日:2018年10月25日
担当編集委員:和田 圭司(国立研究開発法人国立精神・神経医療研究センター)

英:arachidonic acid 独:Arachidonsäure 仏:acide arachidonique

 アラキドン酸は4つのcis二重結合を有する20個の炭素鎖からなる脂肪酸である。アラキドン酸は様々な食品から吸収される他、必須脂肪酸のリノール酸からも産生される。体内のアラキドン酸は主に脂質二重膜に含まれ、刺激に応じて遊離アラキドン酸に代謝される。遊離アラキドン酸はそれ自体でも生理作用を有するが、主にプロスタノイドやロイコトリエンなどの様々な生理活性脂質に変換され生理的・病理的機能に関与する。

アラキドン酸
Identifiers
506-32-1 YesY
3DMet B00061
Beilstein Reference 1713889
ChEBI
ChEMBL ChEMBL15594 YesY
ChemSpider 392692 YesY
DrugBank {{{value}}}
EC-number [1]
2391
Jmol-3D images Image
KEGG C00219
MeSH Arachidonic+acid
PubChem 444899
RTECS番号 CE6675000
UNII 27YG812J1I YesY
Properties
C20H32O2
Molar mass 304.47 g·mol−1
Density 0.922 g/cm3
Melting point −49 °C (−56 °F; 224 K)
Boiling point
log P 6.994
Acidity (pKa) 4.752
危険性
Rフレーズ R19
特記なき場合、データは常温(25 °C)・常圧(100 kPa)におけるものである。

アラキドン酸とは

 アラキドン酸は4つのcis二重結合を有する20個の炭素鎖からなる脂肪酸である。メチル末端(ωまたはn)から数えて最初の二重結合が6番目と7番目の炭素の間に位置するため、ω-6 (n-6)多価不飽和脂肪酸に含まれ、20:4ω-6と記載される[2][3]

 アラキドン酸は、主に細胞膜リン脂質のsn-2位にエステル化されて存在する[4] 。主にグリセロリン脂質コリンが結合したホスファチジルコリンに含まれるが、ホスファチジルイノシトールなど他のグリセロリン脂質にも含まれる[5]

 アラキドン酸は、刺激に応じてホスホリパーゼA2(phospholipase A2; PLA2)の酵素活性により細胞膜から遊離する他[6][7]エンドカンナビノイドと称する2-アラキドノイルグリセロール (2-AG)やアナンダマイド(anandamide; arachidonoylethanolamide)の構成成分として細胞膜から遊離する[8][9]

 エンドカンナビノイドはそれ自体で生理活性を有するが、代謝されて遊離アラキドン酸を産生する[10][11]

 遊離アラキドン酸の大半は細胞膜のリン脂質に再度取り込まれるため、その濃度は低く維持されている[12] 。遊離アラキドン酸はプロスタノイドロイコトリエンなど多様な生理活性脂質に変換され、摂食睡眠覚醒、脳血流など生理的な脳機能の他、疾病時の発熱内分泌応答、疼痛てんかん脳虚血ストレス、神経・精神疾患など様々な病態にも関与する[13][14][15][16][17][18][19]

図1 アラキドン酸のリノール酸からの生合成経路

摂取・生合成・代謝

 アラキドン酸は、肉、卵、魚介類などの食品から得られ、細胞内のリン脂質に取り込まれ、様々な生体膜の合成に使用される[20]ラットを用いた実験では、離乳後3〜4カ月の間ω-6 多価不飽和脂肪酸を欠乏させると、脳内のアラキドン酸含有量が約30%減少することが示されている[21] 。成人では、脳で代謝されるアラキドン酸は血漿から補われ、脳内のアラキドン酸の含有量は一定に保たれている。ヒトのPETイメージングにより、脳内へ取り込まれる血漿中のアラキドン酸は約18mg/日、脳内におけるアラキドン酸の半減期は約147日と推定されている[22][23]

 アラキドン酸は、18個の炭素鎖からなり2つのcis二重結合を含むω-6多価不飽和脂肪酸の一種であるリノール酸(18:2ω-6)からも産生される(図1)。リノール酸は必須脂肪酸であり、ナッツなどの種実類や植物油に豊富に含まれる[20] 。体内に取り込まれたリノール酸は、段階的な不飽和化および脂肪鎖伸長によって、アラキドン酸やドコサテトラエン酸(22:4ω-6)などの脂肪酸に変換される。

 まず、リノール酸はΔ6不飽和化酵素(fatty acid desaturase 2; FADS2)による脱水素化を介して二重結合が付与されてγ-リノレン酸(18:3ω-6)になる。その後、γ-リノレン酸からΔ6脂肪酸伸長酵素(Δ6 elongase)により脂肪酸が伸長されてジホモ-γ-リノレン酸(20:3ω-6)になる。Δ5不飽和化酵素(fatty acid desaturase 1; FADS1)によりジホモ-γ-リノレン酸からアラキドン酸が産生される[24][25] 。Δ5不飽和化酵素やΔ6不飽和化酵素の活性は、栄養、喫煙、老化などの要因により変動し、肥満に関与することが示唆されている[26]

 脳内ではアラキドン酸を含むほとんどの多価不飽和脂肪酸は長鎖脂肪酸CoAリガーゼ(long-chain-fatty-acid-CoA synthase; ACSL)により活性化され、細胞膜のリン脂質にエステル化される他、エネルギー源としてβ酸化により代謝されてアセチルCoAの産生を促す。アラキドン酸の代謝の効率は、細胞膜にある脂肪酸トランスポーター脂肪酸結合タンパク質(fatty acid-binding protein; FABP)により影響を受けると考えられている[27]

図2 遊離アラキドン酸のリン脂質への取り込み
ケネディー経路(上)とランズ回路(下)を示す。
PC, ホスファチジルコリン; PE, ホスファチジルエタノールアミン; PS, ホスファチジルセリン; PI, ホスファチジルイノシトール; PG, ホスファチジルグリセロール。

細胞膜への取り込み

 遊離アラキドン酸はACSLによりアラキドノイルCoA(arachidonoyl-CoA)となって活性化され、アシルトランスフェラーゼ(acyltransferase)により細胞膜のリン脂質のsn-2位に取り込まれる[28]

 リン脂質の産生には二つの生化学的経路が関与する[29]図2)。

ケネディー経路

 リン脂質はグリセロール-3-リン酸から脂肪酸の付加により新たに合成されるが、この経路は発見者の名にちなんでケネディー経路(Kennedy Pathway)と呼ばれる。

 この経路では、グリセロール-3-リン酸アシルトランスフェラーゼ(glycerol-3-phosphate acyltransferase; GPAT)がグリセロール-3-リン酸(GP)のsn-1位に脂肪酸をエステル化により付加し、リゾリン脂質の一種であるリゾホスファチジン酸(lysophosphatidic acid)を生成する。続いて、リゾホスファチジン酸アシルトランスフェラーゼ(lysophosphatidic acid acyltransferase; LPAAT)がリゾホスファチジン酸のsn-2位に脂肪酸をエステル化により付加し、ホスファチジン酸(phosphatidic acid)を生成する。ホスファチジン酸はジアシルグリセロール(diacylglycerol; DAG)に変換され、トリアシルグリセロール(triglyceride)、ホスファチジルコリン(phosphatidylcholine; PC)、ホスファチジルエタノラミン(phosphatidylethanolamine; PE)、ホスファチジルセリン(phosphatidylserine; PS)が産生される。また、ホスファチジン酸はシチジン二リン酸ジアシルグリセロール(cytidine diphosphate-DAG; CDP-DAG)にも変換され、ホスファチジルイノシトール(phosphatidylinositol; PI)、ホスファチジルセリン、ホスファチジルグリセロール(phosphatidylglycerol; PG)、カルジオリピン(cardiolipin; CL)が産生される。

ランズ回路

 加えて、一度生成されたリン脂質では、sn-2位に含まれる脂肪酸が代謝回転している。この代謝回路を発見者の名にちなんでランズ回路(Lands Cycle)と称する。

 ランズ回路では、PLA2によりsn-2位の脂肪酸が遊離し、リゾリン脂質が生成される。リゾリン脂質アシルトランスフェラーゼは、生成されたリゾリン脂質のsn-2位に脂肪酸をエステル化により付加し、その結果、リゾリン脂質はリン脂質に戻る。ランズ回路を担うリゾリン脂質アシルトランスフェラーゼ(lysophospholipid acyltransferase; LPLAT)には数多くのアイソフォームが存在し、それぞれ基質とするリゾリン脂質や脂肪酸の種類に特異性がある[29] 。現在、遺伝子欠損マウスを用いた解析が精力的に進められている。例えばLPCAT3 (lysophosphatidylcholine acyltransferase 3)の欠損では、ランズ回路によるホスファチジルコリンへのアラキドン酸の再取り込みが障害され、細胞膜中のアラキドン酸の含有量が大きく減少することが示された[30] 。リゾリン脂質アシルトランスフェラーゼの各アイソフォームは、基質特異性に加え、特異的な細胞内局在や発現分布を取り、その結果、細胞膜のリン脂質の非対称性や多様性が生まれると考えられている[31]

細胞膜からの遊離

 細胞が成長因子ホルモンサイトカインなど様々な細胞外刺激に曝されると遊離アラキドン酸が産生される[32] 。遊離アラキドン酸の産生には、PLA2による細胞膜からのアラキドン酸の遊離と、アラキドン酸を構造に含むエンドカンナビノイドの代謝による遊離アラキドン酸の産生といった、少なくとも2種類のメカニズムが存在する(図3)。しかし、いずれの経路が働くかは脳領域や細胞種、刺激によって異なる可能性があるが、実態は不明である。各経路の機能的意義にも関わる問題であり、今後精査が必要である。

 細胞膜からの放出後は、遊離アラキドン酸の90%以上は直ちにACSLを介してアラキドノイルCoA(arachidonoyl-CoA)となり活性化され、リゾリン脂質アシルトランスフェラーゼにより細胞膜のリン脂質のsn-2位に再エステル化されて再利用される[33]

アラキドン酸のPLA2による細胞膜からの遊離

 細胞膜のリン脂質のsn-2位に含まれるアラキドン酸がPLA2によって遊離することは古くより知られてきた[4][6][7] 。PLA2は分泌型PLA2(secretory PLA2; sPLA2)、細胞質型PLA2(cytosolic PLA2; cPLA2)、Ca2+非依存型PLA2(Ca2+-independent PLA2; iPLA2)に大別される。各グループには異なる遺伝子がコードする複数のアイソフォームが存在し、制御機構や脂質選択性が異なる[7]

 cPLA2αを含むcPLA2の多くはその活性化に細胞内Ca2+濃度の上昇を必要とする。アラキドン酸の細胞膜からの遊離にはcPLA2とsPLA2が関与し、iPLA2は脂質リモデリングを司るランズ回路に関与すると考えられている[4][7] 。実際cPLA2α欠損マウスのマクロファージ消化管では、細菌内毒素リポポリサッカライドによるアラキドン酸の遊離が消失していた[34][35] 。また、マクロファージ細胞株では、脂質メディエイターの血小板活性化因子(platelet activating factor; PAF)によるアラキドン酸遊離がcPLA2阻害薬MAFPとsPLA2阻害薬diC6SNPEにより抑制された[36]

 神経活動依存的にPLA2を介するアラキドン酸遊離が誘導されることも示唆されている。[14C]標識アラキドン酸を用いた実験では、ラットの大脳皮質線条体でのアラキドン酸の取り込みがドパミンD2受容体アゴニスト投与により亢進する[37] 。また、[3H]標識アラキドン酸を用いた実験では、線条体の初代培養神経細胞におけるアラキドン酸の遊離がNMDA型グルタミン酸受容体の活性化により促進すること[38] 、その促進がPLA2を阻害するmepacrine(quinacrine)により阻害されることが示された[39] 。さらに、小脳プルキンエ細胞シナプス長期抑制(long-term depression; LTD)はcPLA2α欠損マウスで消失し、この異常がアラキドン酸やその生理活性代謝物であるプロスタグランジンD2E2の補充により回復することも示されている[40]

図3 エンドカナビノイドの代謝による遊離アラキドン酸の産生

エンドカナビノイドの代謝による遊離アラキドン酸の産生

 近年、脳、肝臓、肺では、LPSの全身性投与による遊離アラキドン酸の上昇はcPLA2α欠損マウスでも大きな影響を受けず、モノアシルグリセロールリパーゼ(monoacylglycerol lipase; MGL)の遺伝子欠損マウスや阻害薬投与により消失することも示された[34] 。この結果は、これらの臓器では主にエンドカナビノイドの一種である2-AGがMGLにより代謝されて遊離アラキドン酸を生ずることを示唆する。

 2-AGはシナプス活動に伴う細胞内のCa2+濃度上昇によりシナプス後部で産生され、シナプス前部カンナビノイド受容体CB1に作用して、逆行性にシナプス伝達を抑制する[41] 。2-AGは、主にsn-2位にアラキドン酸を含むホスファチジルイノシトール(phosphatidylinositol)がホスホリパーゼC(phospholipase C; PLC)によりジアシルグリセロールに代謝され、さらにDAGがジアシルグリセロールリパーゼ(diacylglycerol lipase; DGL)により代謝されて生ずると考えられている[8][9][10][11](図3) 。

 遊離アラキドン酸はもう一つのエンドカンナビノイドであるアナンダマイド(anandamide; arachidonoylethanolamide)からも産生される。アナンダマイドは、主にsn-2位にアラキドン酸を含むホスファチジルエタノラミンN-アシルトランスフェラーゼによりN-アラキドノイルホスファチジルエタノラミン(N-arachidonoyl phosphatidylethanolamine)に代謝され、さらにホスホリパーゼD(phospholipase D)により代謝されて生ずると考えられている。アナンダマイドは脂肪酸アミド加水分解酵素(fatty acid amide hydrolase; FAAH)によって代謝されて遊離アラキドン酸を生ずる[8][9][10][11]

 エンドカンナビノイドの産生・作用については、エンドカナビノイドの項目参照。

アラキドン酸カスケード

 細胞膜から遊離したアラキドン酸は、シクロオキシゲナーゼ(cyclooxygenase; COX)、リポキシゲナーゼ(lipoxygenase; LOX)、シトクロム(cytochrome)P-450ファミリーに属するエポキシゲナーゼ(epoxygenase; EOX)のいずれかを律速酵素とする三つの経路により代謝され、特異的な作用を持った生理活性脂質を生ずる[13][14][15][16][17][18] 。これらの生理活性脂質はアラキドン酸由来の20個の炭素鎖を持つことから、ギリシャ語で20を意味するeicosaにちなんで、エイコサノイド(eicosanoid)と呼ばれる[17]

シクロオキシゲナーゼ経路

 シクロオキシゲナーゼ(COX)経路では、遊離アラキドン酸はCOXによりプロスタグランジン(prostaglandin; PG)G2、さらにPGH2に変換される[13][14][15][16][17][18] 。PGH2はPGD合成酵素PGE合成酵素PGF合成酵素PGI合成酵素トロンボキサンA合成酵素を介してPGD2PGE2PGF2αPGI2トロンボキサンA2といったプロスタノイドに変換され、それぞれDPEPFPIPTPと呼ばれる選択的なGタンパク質共役型受容体に結合して作用を発揮する。

 プロスタノイドは、循環器消化器恒常性維持、生殖器の機能、局所炎症に伴う血管透過性亢進、細胞性免疫応答など全身の様々な機能を担う。特に脳との関連では、摂食、睡眠・覚醒、脳血流など生理的な脳機能の他、疾病時の発熱や内分泌応答、疼痛、てんかん、脳虚血、ストレス、神経・精神疾患など様々な病態に関わる[16][18]

 プロスタノイドの生合成や作用については、プロスタグランジンの項目参照。

リポキシゲナーゼ経路

 リポキシゲナーゼ (LOX)経路では、遊離アラキドン酸は基質特異性の異なるLOXにより複数のヒドロペルオキシエイコサテトラエン酸(Hydroperoxyeicosatetraenoic acid; HpETE)に変換され、さらに酵素的・非酵素的な反応を介してロイコトリエン(leukotriene)やヒドロキシエイコサテトラエン酸(Hydroxyeicosatetraenoic acid; HETE)などの多様な生理活性脂質に変換される[17][19][42]

 主には12-LOX15-LOXを介して8-HpETE12-HpETE15-HpETEが産生され、5-LOX5-lipoxygenase-activating protein (FLAP)を介して5-HpETEが産生される。5-HpETEは速やかに脱水反応によりLTA4となり、LTA4はLTA4加水分解酵素(LTA4 hydrolase)により速やかにLTB4を生ずるか、LTC4合成酵素(LTC4 synthase)によりLTC4を生ずる。LTC4はさらにLTD4LTE4になる。LTA4を産生する酵素を持たない細胞でも、近傍の細胞からLTA4の供給を受けて、LTC4を産生する場合がある。この現象を細胞間生合成経路(transcellular biosynthesis)と呼ぶ。

 LTA4・LTB4とLTC4・LTD4・LTE4は、システイン残基の有無により構造が大きく異なることから、作用する受容体も異なる。BLT1BLT2はLTA4・LTB4をリガンドとするGタンパク質共役型受容体として同定された。しかし、BLT1の親和性がBLT2に比してはるかに高く、BLT2には親和性のはるかに高い12-ヒドロキシヘプタデカトリエン酸 (12-hydroxyheptadecatrienoic acid; 12-HHT)というリガンドが存在する[43]

 LTC4・LTD4・LTE4からなるシスティニルロイコトリエン(cysteinyl leukotrienes; Cys-LT)は主にCysLT受容体I型CysLT1R)とII型CysLT2R)に結合して作用を発揮する。

 ロイコトリエンは、好中球走化性凝集細胞接着脱顆粒化、平滑筋収縮、血管の透過性や収縮の調節、粘液分泌の増強、免疫制御炎症性疼痛喘息アレルギー性鼻炎アレルギー性結膜炎アトピー性皮膚炎嚢胞性線維症慢性閉塞性肺疾患糸球体腎炎麻痺性関節炎乾癬炎症性腸疾患間質性肺疾患などの様々な生理的機能や疾患に関与する。また、ロイコトリエンは、脳損傷、多発性硬化症アルツハイマー病パーキンソン病ハンチントン舞踏病、てんかん、うつ、加齢など多様な脳疾患との関連が示唆されている[42]

 ロイコトリエンの生合成や作用については、他の総説もご参照いただきたい[17][19][42]

エポキシゲナーゼ経路

 エポキシゲナーゼ(EOX)経路では、遊離アラキドン酸は基質特異性の異なるEOXにより複数のHETEエポキシエイコサトリエン酸(Epoxyeicosatrienoic acid; EET)に変換され、さらにEETはエポキシド加水分解酵素(epoxide hydrolase; EH)により多様なジヒドロキシエイコサトリエン酸(dihydroxyeicosatrienoic acid; DHET)に変換される[44][45]

 EETは、血管拡張、血管新生制御、抗炎症作用、さらに虚血再灌流への保護作用を有することが報告されている。しかしこれら脂質の受容体は確定しておらず、その作用機序には不明な点が多い。

 脳機能との関連では、ラットのひげ刺激に伴う感覚野での機能性充血がEOXの二つの異なる阻害薬であるMS-PPOHミコナゾールにより阻害される[46] 。一方、神経細胞の過興奮に続く抑制が次第に広がるcortical spreading depressionの病態のモデルとして、アストロサイトでのCa2+上昇による大脳皮質の脳血管収縮の研究が行われており、この脳血管収縮がPLA2を阻害するMAFPや、血管収縮活性を持つ20-HETEの生合成酵素であるEOXの一種CYP4Aを阻害するHET0016の処置により消失することが示されている[47]

 これらの研究は、神経活動に伴う脳血管制御へのEOX代謝物の関与を示唆するが、いずれも薬理学的な解析に留まっており、受容体同定を含めた作用機序の解明が不可欠である。

遊離アラキドン酸の働きと脳機能・病態への関与

 遊離アラキドン酸は主に、前述のアラキドン酸カスケードにより産生される生理活性脂質であるエイコサノイドに変換されて機能を発揮する。エイコサノイドと脳機能・病態との関連については「アラキドン酸カスケード」の各項目で述べた。しかし主に培養細胞の実験から遊離アラキドン酸がイオンチャネルの活性を直接制御することも示唆されている。

遊離アラキドン酸のカリウムチャネルへの作用

 アフリカツメガエル卵母細胞での強制発現系では、遊離アラキドン酸やその非代謝型類似体である5,8,11,14-eicosatetraynoic acid (ETYA)が電位依存性K+チャネルKv4ファミリーに属するKv4.1Kv4.2を選択的に抑制する[48]

 ラット肺動脈筋細胞では、遊離アラキドン酸が遅延性整流性K+電流の減衰を促進する[49]

 ラット心房細胞では、遊離アラキドン酸を含むいくつかの不飽和脂肪酸がGタンパク質活性化K+チャネルATPによる増強作用を抑制する[50]

 遊離アラキドン酸によるK+チャネルの抑制作用はCOX・LOX等の阻害薬により阻害されないことから、遊離アラキドン酸の直接作用である可能性が示唆される。

 COS細胞に強制発現したtwo-pore domain K+チャネルであるTWIK-related arachidonic acid-stimulated K+ channel (TRAAK)は遊離アラキドン酸を含むいくつかの不飽和脂肪酸により活性化されることも示されているが、遊離アラキドン酸の直接作用かは定かではない[51]

その他のイオンチャネルへの作用

 遊離アラキドン酸はK+チャネル以外のイオンチャネルにも作用することが報告されている。

 HEK-293細胞に過剰発現した骨格筋由来の電位依存性Na+チャネルは遊離アラキドン酸により抑制される[52]

 HEK-293細胞に過剰発現したT型Ca2+チャネルの電位依存性は遊離アラキドン酸により修飾される[53] 。この作用の一部はEOXの生理活性代謝物である8,9-epoxyeicosatrienoic acid (8,9-EET)を介するが、COX・LOX・EOXの阻害薬で阻害されない作用もあることから、遊離アラキドン酸の直接作用の可能性もある。

 また、HEK-293などの培養細胞では、遊離アラキドン酸が細胞外からのCa2+流入を誘導することが知られる。この作用にはストア作動性Ca2+流入に関わるSTIMOrai1/3が関与するが、ストア作動性Ca2+流入とはメカニズムが異なることが示唆されている[54] 。しかしこの作用が遊離アラキドン酸の直接作用によるものかは不明である。

遊離アラキドン酸の脳機能・病態への関与

 遊離アラキドン酸は神経(様)細胞における突起伸展、イオンチャネル制御、シナプス可塑性に関与することが報告されてきた。

 例えば、遊離アラキドン酸はsyntaxin 3を介したSNARE複合体の形成、さらにsyntaxin 3依存的なPC12細胞の突起伸展を促進する[55] 。ラットの交感神経節後神経細胞ではムスカリン受容体作動薬Oxo-MN型Ca2+チャネルの電位依存性を変化させる。この作用はPLA2阻害薬により阻害され、遊離アラキドン酸により模倣される[56]

 海馬の神経細胞では遊離アラキドン酸やその非代謝型類似体ETYAが電位依存性K+チャネルを抑制し、興奮性シナプス入力を増強する[57]

 また、海馬のシナプス長期増強[58] やシナプス長期抑圧[59] は遊離アラキドン酸により促進され、特にシナプス長期抑圧はPLA2阻害薬である4-bromophenacyl bromideにより抑制される。

 しかし神経(様)細胞での遊離アラキドン酸の作用の多くはアラキドン酸カスケードの関与を検証しておらず、遊離アラキドン酸の直接作用であるかは定かではない。実際、海馬の初代培養神経細胞ではシナプス後部で産生されるPGE2がEP2を介してシナプス伝達を促進する[60] 。またEP2欠損マウスでは海馬のSchaffer側枝-CA1シナプスにおけるシナプス長期抑圧が減弱する[61]

 従って、遊離アラキドン酸はPGE2の産生を介して海馬のシナプス機能を調節する可能性も考えられる。

 また脳病態との関連では、統合失調症など精神疾患患者の血液における遊離アラキドン酸の濃度の異常も報告されているが、病態との因果関係は不明である[62][63][64]

関連項目

参考文献

  1. Pubchem. "5,8,11,14-Eicosatetraenoic acid | C20H32O2 - PubChem". pubchem.ncbi.nlm.nih.gov. Retrieved 2016-03-31. 
  2. Spector, A.A., & Kim, H.Y. (2015).
    Discovery of essential fatty acids. Journal of lipid research, 56(1), 11-21. [PubMed:25339684] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  3. Martin, S.A., Brash, A.R., & Murphy, R.C. (2016).
    The discovery and early structural studies of arachidonic acid. Journal of lipid research, 57(7), 1126-32. [PubMed:27142391] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  4. 4.0 4.1 4.2 Burke, J.E., & Dennis, E.A. (2009).
    Phospholipase A2 structure/function, mechanism, and signaling. Journal of lipid research, 50 Suppl, S237-42. [PubMed:19011112] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  5. Farooqui, A.A., Horrocks, L.A., & Farooqui, T. (2000).
    Glycerophospholipids in brain: their metabolism, incorporation into membranes, functions, and involvement in neurological disorders. Chemistry and physics of lipids, 106(1), 1-29. [PubMed:10878232] [WorldCat] [DOI]
  6. 6.0 6.1 Shimizu, T., Ohto, T., & Kita, Y. (2006).
    Cytosolic phospholipase A2: biochemical properties and physiological roles. IUBMB life, 58(5-6), 328-33. [PubMed:16754327] [WorldCat] [DOI]
  7. 7.0 7.1 7.2 7.3 Murakami, M. (2017).
    Lipoquality control by phospholipase A2 enzymes. Proceedings of the Japan Academy. Series B, Physical and biological sciences, 93(9), 677-702. [PubMed:29129849] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  8. 8.0 8.1 8.2 Di Marzo, V., Stella, N., & Zimmer, A. (2015).
    Endocannabinoid signalling and the deteriorating brain. Nature reviews. Neuroscience, 16(1), 30-42. [PubMed:25524120] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  9. 9.0 9.1 9.2 Wang, J., & Ueda, N. (2009).
    Biology of endocannabinoid synthesis system. Prostaglandins & other lipid mediators, 89(3-4), 112-9. [PubMed:19126434] [WorldCat] [DOI]
  10. 10.0 10.1 10.2 Blankman, J.L., & Cravatt, B.F. (2013).
    Chemical probes of endocannabinoid metabolism. Pharmacological reviews, 65(2), 849-71. [PubMed:23512546] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  11. 11.0 11.1 11.2 Piomelli, D. (2014).
    More surprises lying ahead. The endocannabinoids keep us guessing. Neuropharmacology, 76 Pt B, 228-34. [PubMed:23954677] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  12. Chilton, F.H., Fonteh, A.N., Surette, M.E., Triggiani, M., & Winkler, J.D. (1996).
    Control of arachidonate levels within inflammatory cells. Biochimica et biophysica acta, 1299(1), 1-15. [PubMed:8555241] [WorldCat] [DOI]
  13. 13.0 13.1 13.2 Bosetti, F. (2007).
    Arachidonic acid metabolism in brain physiology and pathology: lessons from genetically altered mouse models. Journal of neurochemistry, 102(3), 577-86. [PubMed:17403135] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  14. 14.0 14.1 14.2 Samuelsson, B. (2012).
    Role of basic science in the development of new medicines: examples from the eicosanoid field. The Journal of biological chemistry, 287(13), 10070-80. [PubMed:22318727] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  15. 15.0 15.1 15.2 Vane, J.R., Bakhle, Y.S., & Botting, R.M. (1998).
    Cyclooxygenases 1 and 2. Annual review of pharmacology and toxicology, 38, 97-120. [PubMed:9597150] [WorldCat] [DOI]
  16. 16.0 16.1 16.2 16.3 Narumiya, S. (2007).
    Physiology and pathophysiology of prostanoid receptors. Proceedings of the Japan Academy. Series B, Physical and biological sciences, 83(9-10), 296-319. [PubMed:24367153] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  17. 17.0 17.1 17.2 17.3 17.4 17.5 Funk, C.D. (2001).
    Prostaglandins and leukotrienes: advances in eicosanoid biology. Science (New York, N.Y.), 294(5548), 1871-5. [PubMed:11729303] [WorldCat] [DOI]
  18. 18.0 18.1 18.2 18.3 Furuyashiki, T., & Narumiya, S. (2011).
    Stress responses: the contribution of prostaglandin E(2) and its receptors. Nature reviews. Endocrinology, 7(3), 163-75. [PubMed:21116297] [WorldCat] [DOI]
  19. 19.0 19.1 19.2 Bäck, M., Powell, W.S., Dahlén, S.E., Drazen, J.M., Evans, J.F., Serhan, C.N., ..., & Rovati, G.E. (2014).
    Update on leukotriene, lipoxin and oxoeicosanoid receptors: IUPHAR Review 7. British journal of pharmacology, 171(15), 3551-74. [PubMed:24588652] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  20. 20.0 20.1 Abedi, E., & Sahari, M.A. (2014).
    Long-chain polyunsaturated fatty acid sources and evaluation of their nutritional and functional properties. Food science & nutrition, 2(5), 443-63. [PubMed:25473503] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  21. Igarashi, M., Gao, F., Kim, H.W., Ma, K., Bell, J.M., & Rapoport, S.I. (2009).
    Dietary n-6 PUFA deprivation for 15 weeks reduces arachidonic acid concentrations while increasing n-3 PUFA concentrations in organs of post-weaning male rats. Biochimica et biophysica acta, 1791(2), 132-9. [PubMed:19073280] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  22. Rapoport, S.I., Rao, J.S., & Igarashi, M. (2007).
    Brain metabolism of nutritionally essential polyunsaturated fatty acids depends on both the diet and the liver. Prostaglandins, leukotrienes, and essential fatty acids, 77(5-6), 251-61. [PubMed:18060754] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  23. Rapoport, S.I. (2008).
    Arachidonic acid and the brain. The Journal of nutrition, 138(12), 2515-20. [PubMed:19022981] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  24. Guillou, H., Zadravec, D., Martin, P.G., & Jacobsson, A. (2010).
    The key roles of elongases and desaturases in mammalian fatty acid metabolism: Insights from transgenic mice. Progress in lipid research, 49(2), 186-99. [PubMed:20018209] [WorldCat] [DOI]
  25. Wiktorowska-Owczarek, A., Berezińska, M., & Nowak, J.Z. (2016).
    PUFAs: Structures, Metabolism and Functions. Advances in clinical and experimental medicine : official organ Wroclaw Medical University, 24(6), 931-41. [PubMed:26771963] [WorldCat] [DOI]
  26. Warensjö, E., Ohrvall, M., & Vessby, B. (2006).
    Fatty acid composition and estimated desaturase activities are associated with obesity and lifestyle variables in men and women. Nutrition, metabolism, and cardiovascular diseases : NMCD, 16(2), 128-36. [PubMed:16487913] [WorldCat] [DOI]
  27. Bazinet, R.P., & Layé, S. (2014).
    Polyunsaturated fatty acids and their metabolites in brain function and disease. Nature reviews. Neuroscience, 15(12), 771-85. [PubMed:25387473] [WorldCat] [DOI]
  28. Pérez-Chacón, G., Astudillo, A.M., Balgoma, D., Balboa, M.A., & Balsinde, J. (2009).
    Control of free arachidonic acid levels by phospholipases A2 and lysophospholipid acyltransferases. Biochimica et biophysica acta, 1791(12), 1103-13. [PubMed:19715771] [WorldCat] [DOI]
  29. 29.0 29.1 Shindou, H., & Shimizu, T. (2009).
    Acyl-CoA:lysophospholipid acyltransferases. The Journal of biological chemistry, 284(1), 1-5. [PubMed:18718904] [WorldCat] [DOI]
  30. Hashidate-Yoshida, T., Harayama, T., Hishikawa, D., Morimoto, R., Hamano, F., Tokuoka, S.M., ..., & Shimizu, T. (2015).
    Fatty acid remodeling by LPCAT3 enriches arachidonate in phospholipid membranes and regulates triglyceride transport. eLife, 4. [PubMed:25898003] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  31. Hishikawa, D., Shindou, H., Kobayashi, S., Nakanishi, H., Taguchi, R., & Shimizu, T. (2008).
    Discovery of a lysophospholipid acyltransferase family essential for membrane asymmetry and diversity. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 105(8), 2830-5. [PubMed:18287005] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  32. Harizi, H., Corcuff, J.B., & Gualde, N. (2008).
    Arachidonic-acid-derived eicosanoids: roles in biology and immunopathology. Trends in molecular medicine, 14(10), 461-9. [PubMed:18774339] [WorldCat] [DOI]
  33. Lobo, S., Wiczer, B.M., Smith, A.J., Hall, A.M., & Bernlohr, D.A. (2007).
    Fatty acid metabolism in adipocytes: functional analysis of fatty acid transport proteins 1 and 4. Journal of lipid research, 48(3), 609-20. [PubMed:17164224] [WorldCat] [DOI]
  34. 34.0 34.1 Nomura, D.K., Morrison, B.E., Blankman, J.L., Long, J.Z., Kinsey, S.G., Marcondes, M.C., ..., & Cravatt, B.F. (2011).
    Endocannabinoid hydrolysis generates brain prostaglandins that promote neuroinflammation. Science (New York, N.Y.), 334(6057), 809-13. [PubMed:22021672] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  35. Uozumi, N., Kume, K., Nagase, T., Nakatani, N., Ishii, S., Tashiro, F., ..., & Shimizu, T. (1997).
    Role of cytosolic phospholipase A2 in allergic response and parturition. Nature, 390(6660), 618-22. [PubMed:9403692] [WorldCat] [DOI]
  36. Balsinde, J., & Dennis, E.A. (1996).
    Distinct roles in signal transduction for each of the phospholipase A2 enzymes present in P388D1 macrophages. The Journal of biological chemistry, 271(12), 6758-65. [PubMed:8636097] [WorldCat] [DOI]
  37. Basselin, M., Ramadan, E., & Rapoport, S.I. (2012).
    Imaging brain signal transduction and metabolism via arachidonic and docosahexaenoic acid in animals and humans. Brain research bulletin, 87(2-3), 154-71. [PubMed:22178644] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  38. Dumuis, A., Sebben, M., Haynes, L., Pin, J.P., & Bockaert, J. (1988).
    NMDA receptors activate the arachidonic acid cascade system in striatal neurons. Nature, 336(6194), 68-70. [PubMed:2847054] [WorldCat] [DOI]
  39. Tapia-Arancibia, L., Rage, F., Récasens, M., & Pin, J.P. (1992).
    NMDA receptor activation stimulates phospholipase A2 and somatostatin release from rat cortical neurons in primary cultures. European journal of pharmacology, 225(3), 253-62. [PubMed:1355446] [WorldCat] [DOI]
  40. Le, T.D., Shirai, Y., Okamoto, T., Tatsukawa, T., Nagao, S., Shimizu, T., & Ito, M. (2010).
    Lipid signaling in cytosolic phospholipase A2alpha-cyclooxygenase-2 cascade mediates cerebellar long-term depression and motor learning. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 107(7), 3198-203. [PubMed:20133605] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  41. Kano, M. (2014).
    Control of synaptic function by endocannabinoid-mediated retrograde signaling. Proceedings of the Japan Academy. Series B, Physical and biological sciences, 90(7), 235-50. [PubMed:25169670] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  42. 42.0 42.1 42.2 Ghosh, A., Chen, F., Thakur, A., & Hong, H. (2016).
    Cysteinyl Leukotrienes and Their Receptors: Emerging Therapeutic Targets in Central Nervous System Disorders. CNS neuroscience & therapeutics, 22(12), 943-951. [PubMed:27542570] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  43. Yokomizo, T. (2015).
    Two distinct leukotriene B4 receptors, BLT1 and BLT2. Journal of biochemistry, 157(2), 65-71. [PubMed:25480980] [WorldCat] [DOI]
  44. Spector, A.A., & Kim, H.Y. (2015).
    Cytochrome P450 epoxygenase pathway of polyunsaturated fatty acid metabolism. Biochimica et biophysica acta, 1851(4), 356-65. [PubMed:25093613] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  45. Arita, M. (2012).
    Mediator lipidomics in acute inflammation and resolution. Journal of biochemistry, 152(4), 313-9. [PubMed:22923733] [WorldCat] [DOI]
  46. Peng, X., Carhuapoma, J.R., Bhardwaj, A., Alkayed, N.J., Falck, J.R., Harder, D.R., ..., & Koehler, R.C. (2002).
    Suppression of cortical functional hyperemia to vibrissal stimulation in the rat by epoxygenase inhibitors. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology, 283(5), H2029-37. [PubMed:12384482] [WorldCat] [DOI]
  47. Mulligan, S.J., & MacVicar, B.A. (2004).
    Calcium transients in astrocyte endfeet cause cerebrovascular constrictions. Nature, 431(7005), 195-9. [PubMed:15356633] [WorldCat] [DOI]
  48. Villarroel, A., & Schwarz, T.L. (1996).
    Inhibition of the Kv4 (Shal) family of transient K+ currents by arachidonic acid. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 16(8), 2522-32. [PubMed:8786428] [WorldCat]
  49. Smirnov, S.V., & Aaronson, P.I. (1996).
    Modulatory effects of arachidonic acid on the delayed rectifier K+ current in rat pulmonary arterial myocytes. Structural aspects and involvement of protein kinase C. Circulation research, 79(1), 20-31. [PubMed:8925564] [WorldCat] [DOI]
  50. Kim, D., & Pleumsamran, A. (2000).
    Cytoplasmic unsaturated free fatty acids inhibit ATP-dependent gating of the G protein-gated K(+) channel. The Journal of general physiology, 115(3), 287-304. [PubMed:10694258] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  51. Fink, M., Lesage, F., Duprat, F., Heurteaux, C., Reyes, R., Fosset, M., & Lazdunski, M. (1998).
    A neuronal two P domain K+ channel stimulated by arachidonic acid and polyunsaturated fatty acids. The EMBO journal, 17(12), 3297-308. [PubMed:9628867] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  52. Bendahhou, S., Cummins, T.R., & Agnew, W.S. (1997).
    Mechanism of modulation of the voltage-gated skeletal and cardiac muscle sodium channels by fatty acids. The American journal of physiology, 272(2 Pt 1), C592-600. [PubMed:9124303] [WorldCat] [DOI]
  53. Zhang, Y., Cribbs, L.L., & Satin, J. (2000).
    Arachidonic acid modulation of alpha1H, a cloned human T-type calcium channel. American journal of physiology. Heart and circulatory physiology, 278(1), H184-93. [PubMed:10644598] [WorldCat] [DOI]
  54. Mignen, O., Thompson, J.L., & Shuttleworth, T.J. (2008).
    Both Orai1 and Orai3 are essential components of the arachidonate-regulated Ca2+-selective (ARC) channels. The Journal of physiology, 586(1), 185-95. [PubMed:17991693] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  55. Darios, F., & Davletov, B. (2006).
    Omega-3 and omega-6 fatty acids stimulate cell membrane expansion by acting on syntaxin 3. Nature, 440(7085), 813-7. [PubMed:16598260] [WorldCat] [DOI]
  56. Liu, L., & Rittenhouse, A.R. (2003).
    Arachidonic acid mediates muscarinic inhibition and enhancement of N-type Ca2+ current in sympathetic neurons. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 100(1), 295-300. [PubMed:12496347] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  57. Keros, S., & McBain, C.J. (1997).
    Arachidonic acid inhibits transient potassium currents and broadens action potentials during electrographic seizures in hippocampal pyramidal and inhibitory interneurons. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 17(10), 3476-87. [PubMed:9133373] [WorldCat]
  58. Williams, J.H., Errington, M.L., Lynch, M.A., & Bliss, T.V. (1989).
    Arachidonic acid induces a long-term activity-dependent enhancement of synaptic transmission in the hippocampus. Nature, 341(6244), 739-42. [PubMed:2571939] [WorldCat] [DOI]
  59. Bolshakov, V.Y., & Siegelbaum, S.A. (1995).
    Hippocampal long-term depression: arachidonic acid as a potential retrograde messenger. Neuropharmacology, 34(11), 1581-7. [PubMed:8606806] [WorldCat] [DOI]
  60. Sang, N., Zhang, J., Marcheselli, V., Bazan, N.G., & Chen, C. (2005).
    Postsynaptically synthesized prostaglandin E2 (PGE2) modulates hippocampal synaptic transmission via a presynaptic PGE2 EP2 receptor. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 25(43), 9858-70. [PubMed:16251433] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  61. Savonenko, A., Munoz, P., Melnikova, T., Wang, Q., Liang, X., Breyer, R.M., ..., & Andreasson, K. (2009).
    Impaired cognition, sensorimotor gating, and hippocampal long-term depression in mice lacking the prostaglandin E2 EP2 receptor. Experimental neurology, 217(1), 63-73. [PubMed:19416671] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  62. McNamara, R.K., Jandacek, R., Rider, T., Tso, P., Hahn, C.G., Richtand, N.M., & Stanford, K.E. (2007).
    Abnormalities in the fatty acid composition of the postmortem orbitofrontal cortex of schizophrenic patients: gender differences and partial normalization with antipsychotic medications. Schizophrenia research, 91(1-3), 37-50. [PubMed:17236749] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  63. Sethom, M.M., Fares, S., Bouaziz, N., Melki, W., Jemaa, R., Feki, M., ..., & Kaabachi, N. (2010).
    Polyunsaturated fatty acids deficits are associated with psychotic state and negative symptoms in patients with schizophrenia. Prostaglandins, leukotrienes, and essential fatty acids, 83(3), 131-6. [PubMed:20667702] [WorldCat] [DOI]
  64. Kim, H.W., Rapoport, S.I., & Rao, J.S. (2011).
    Altered arachidonic acid cascade enzymes in postmortem brain from bipolar disorder patients. Molecular psychiatry, 16(4), 419-28. [PubMed:20038946] [PMC] [WorldCat] [DOI]