脳科学辞典

Rhoファミリー低分子量Gタンパク質

2016年9月15日 (木) 23:15時点におけるWikiSysop (トーク | 投稿記録)による版 (→‎歴史)

篠原 亮太、古屋敷 智之
神戸大学大学院医学研究科・医学部 薬理学分野
DOI：10.14931/bsd.2433　原稿受付日：2012年9月6日　原稿完成日：2012年11月5日
担当編集委員：柚崎 通介（慶應義塾大学 医学部生理学）

英語名：Rho family small GTP biding protein, Rho GTPase

　Rhoファミリーは、単量体で働くRas類似の低分子量GTP結合タンパク質（分子量約21 kDa、以下低分子量Gタンパク質と略）であり、細胞形態の主な制御因子である[1]。Rasと同様、グアニンヌクレオチド二リン酸（GDP）結合型が不活性体、グアニンヌクレオチド三リン酸（GTP）結合型が活性化体であり、GDP-GTP交換反応とGTP水解反応により両者の間を往復してスイッチ機能を果たす。活性型Rhoは下流の標的分子（エフェクター）に結合することで機能を発揮する。Rhoファミリーはすべての真核生物に存在し、細胞運動、細胞極性、細胞接着、細胞周期、細胞質分裂、転写制御などその機能は多岐に渡る。神経系においても、発生・発達段階および成熟後を通して、幅広い役割を担っている。

Ras homolog family member A
Protein RHOA PDB 1a2b.png
PDB rendering based on 1a2b.
Identifiers
Symbol Rho
Pfam PF00071
InterPro IPR013753
PROSITE PDOC00017
SCOP 5p21
SUPERFAMILY 5p21
OPM protein 1uad
CDD cd00882

歴史

　1985年にRhoファミリーの中でRhoAが新規のRas類似タンパク質として同定された[2]。続いて1989年にRas類似タンパク質としてRac1とRac2が[3]、1990年にCdc42が同定された[4]。Rhoファミリーの細胞内機能の解明には、Rhoサブクラスを特異的にADPリボシル化して不活性化するボツリヌス菌由来の菌体外毒素C3が大いに貢献した[5] [6]。C3によるRhoサブクラスの不活性化は、PC-12細胞における神経突起様突起の伸展促進[7]、血小板凝集の阻害[8]、受精卵の細胞分裂の阻害[9]などの細胞形態変化を誘導することから、細胞形態制御におけるRhoサブクラスの重要性が示唆された。

　その後、Rhoサブクラスを不活性化するC3や活性化型RhoA変異体を微小注入した線維芽細胞において、RhoAの活性化がアクチンとミオシンが束状に配列したストレスファイバー構造とこれがアンカーする細胞接着斑の誘導に不可欠であることが示された[10]。一方、線維芽細胞におけるRacの活性化は、アクチン線維の網目構造からなる細胞辺縁のラメリポディア（葉状仮足）を誘導し、Cdc42の活性化はアクチン結合タンパク質で架橋されたアクチン束からなるフィロポディア（糸状仮足）を誘導することが示された[11]。すなわち、Rho、Rac、Cdc42はアクチン再構築において特異的な作用を発揮することが明らかにされた。

ファミリー

　低分子量Gタンパク質の中で最初に発見されたのはRasであることから、低分子量Gタンパク質をRas類似タンパク質と総称することがある。現在では、哺乳類において低分子量Gタンパク質は約150種類からなり、構造の類似性と主たる機能から、細胞増殖を制御するRasファミリー、細胞骨格を制御するRhoファミリー、小胞輸送を制御するRabファミリーとArfファミリー、核内輸送を制御するRanファミリーに分類される[12]。これらを包括してRasスーパーファミリーと称する。

　哺乳類のRhoファミリーはおよそ20種類のメンバーからなり、RhoA、RhoB、RhoC、RhoD、RhoF/Rif、Rnd1、Rnd2、Rnd3/RhoE、Rac1、Rac2、Rac3、RhoG、Cdc42、RhoQ/TC10、RhoJ/TCL、RhoU/Wrch、RhoV/Chp、RhoH/TTF、RhoBTB1、RhoBTB2/DBC-2が含まれる[12]。これらのほとんどが、不活性型のGDP結合型と活性型のGTP結合型の二つの状態を取り、GDP-GTP交換反応と内在性のGTPase活性に依存したGTP水解反応により両者の間を往復してスイッチ機能を果たす[1]。しかし、Rnd1、Rnd2、Rnd3は内在性のGTPase活性に乏しく、恒常的にGTP結合型となる[13]。Rndの機能は局在や発現、リン酸化などにより制御される。

表　Rhoファミリー低分子量Gタンパク質（Wikipediaより翻訳、改変）
サブクラス 主な作用 メンバー
Cdc42サブクラス フィロポディア形成 Cdc42
RhoQ (TC10)
RhoJ (TCL)
RhoUVサブクラス フィロポディアとラメリポディア形成 RhoU (Wrch)
RhoV (Chp)
Rac ラメリポディア Rac1
Rac2
Rac3
RhoG
RhoBTB タンパク質安定化 RhoBTB1
RhoBTB2
RhoBTB3
RhoH Racアゴニスト? RhoH
Rhoサブクラス ↑ストレスファイバーと↑Focal adhesions RhoA
RhoB
RhoC
Rnd ↓ストレスファイバーと↓Focal adhesions Rnd1
Rnd2
Rnd3 (RhoE)
RhoF 小胞輸送、フィロポディア形成 RhoD
RhoF (Rif)

活性化・不活性化の制御

　Rho familyの活性は、各メンバーに特異的に作用する3種類の制御因子、すなわちRhoグアニンヌクレオチド交換因子 (Rho guanine nucleotide exchange factor, Rho GEF)、Rho GTPase活性化タンパク質 (Rho GTPase-activating protein, Rho GAP)、Rhoグアニンヌクレオチド解離阻害因子 (Rho guanine nucleotide dissociation inhibitor, Rho GDI) により制御される。

Rho グアニンヌクレオチド交換因子

　Rho GEFは、不活性型Rhoに結合したGDPをGTPに置換することで活性型へと移行させる[14]。多くのRho GEFは、触媒活性を有するDbl homology (DH)ドメインと隣接するPleckstrin homology (PH)ドメインを持つ[14]。しかし、Dock180など一群のRac GEFではDHドメインは存在せず、Dock homology region (DHR)-2ドメインと呼ばれる新たなGEF触媒活性領域が同定されている[15]。Rho familyを標的とするGEFはヒトでは70種類以上存在し、Rhoファミリーの各メンバーに対する基質特異性はGEF間で大きく異なる。Rho GEFの各メンバーの機能や制御については「神経系での機能」に詳述する。

Rho GTPase活性化タンパク質

　Rho GAPはRhoの内在的なGTPase活性を亢進させ、活性型Rhoに結合しているGTPをGDPに加水分解することでRhoを不活性型へと移行させる[16]。すべてのRho GAPはGAP活性を有するRho-GAPドメインを持っている[16]。ヒトでは80種類以上のRho GAPが存在するが、Rhoファミリーの各メンバーに対する基質特異性はGAP間で大きく異なる。Rho GAPの各メンバーの機能や制御については「神経系での機能」に詳述する。

Rho グアニンヌクレオチド解離阻害因子

　Rho GDIはRhoからのGDPの解離およびGTPの加水分解を抑制する[17]。またRhoのC末端にあるイソプレニル基に結合することで、細胞膜への移行を阻害する[17]。無刺激下では、ほとんどのRhoはRho GDIと結合して細胞質に存在すると考えられている。哺乳類においては3種類のRho GDI（RhoGDI1、RhoGDI2、RhoGDI3）が知られている。Rho GDIの基質特異性はRho GEFやRho GAPと比べて低く、Rhoファミリーのメンバーに広く作用する。Rho GDIの機能や制御については「神経系での機能」に詳述する。

エフェクター

　Rhoファミリーの作用は活性型Rhoファミリーが下流のエフェクター分子に結合することで発揮される[1]。Two hybrid法や生化学的手法から、Rhoファミリーのエフェクターにはアクチン核化・重合因子、タンパク質リン酸化酵素、ホスホリパーゼなど、60種類以上の様々な分子が同定されてきた[1]。以下、細胞骨格制御に関わる主なRhoファミリーのエフェクターについて概説する。

Rhoサブクラスエフェクター

　Rhoの活性化はアクチン重合促進とミオシン軽鎖活性化によるアクトミオシン束の形成を誘導する[18]。Rhoによるアクチン細胞骨格制御にはROCK（Rho kinase; Rho-associated kinase）とMDiaの二つのエフェクター分子が主要な役割を担う[19]。線維芽細胞株で見られるRho活性化によるアクトミオシン束の形成には、ROCKによるミオシン活性化とmDiaによる直鎖状アクチン線維形成の両者が不可欠である[20]。

ROCK

　ROCKは活性型Rhoにより活性化されるserine/threonine kinaseで、キナーゼ領域以外にcoiled-coil領域、Rho結合領域、PH領域からなる。数多くの基質が知られているが、このうちアクチン細胞骨格制御に関わるものはミオシン軽鎖（myosin light chain; MLC）とミオシン軽鎖脱リン酸化酵素（myosin light chain phosphatase; MLCP)である。ROCKによるMLCリン酸化はMLCを活性化し、アクトミオシン束の形成を促す[21]。また、ROCKによるMLCPのリン酸化はMLCPの酵素活性を阻害することで、間接的にMLCリン酸化を促進する[22] [23]。さらに、ROCKはLIMキナーゼ（LIM kinase）を活性化してコフィリンのリン酸化を促し、コフィリンによるアクチン脱重合を阻害する[24]。また、ROCKは脱リン酸化酵素PTENの活性も増強する[25]。フォスファチジルイノシトール三リン酸PtdIns(3,4,5)P3の局在は、[[[wikipedia:ja:細胞遊走|細胞遊走]]や突起伸展における[[[wikipedia:ja:細胞極性|細胞極性]]の形成に不可欠である。PTENはPtdIns(3,4,5)P3を脱リン酸化してPtdIns(4,5)P2に変換することから、細胞極性の形成におけるRho-ROCK-PTEN経路の関与が示唆される[25]。

mDia

　mDiaは異なる遺伝子でコードされるMDia1、MDia2、MDia3の三つのアイソフォームからなり、mDia1とmDia3が脳内では強く発現する[26]。いずれもプロフィリンと結合するFH1ドメインとアクチン重合促進に必須のFH2ドメインを持つ[27]。不活性化状態ではN末端のDia inhibitory domain (DID)とC末端のDiaphanous autoregulatory domain (DAD)の間で分子内結合を形成するが、活性型RhoがDIDの近傍にあるRho結合ドメインに結合することでDID-DAD間の分子間結合が解除される。これにより、mDiaはプロフィリンと単量体アクチンの複合体に結合してアクチン重合核を形成し、さらにアクチン線維の反矢じり端（barbed end）に単量体アクチンを付加して、直鎖状のアクチン線維の重合を促す[27] [28]。

　また、mDiaはアクチン線維形成に加えて、微小管の安定化や配向の制御にも関わる[29] [30]。特にmDia2は微小管のプラス端に結合するEB1やAPCに結合して、微小管の安定性を制御することが示唆されている[31]。

Rac／Cdc42サブクラスエフェクター

Arp2/3複合体

　Arp2/3複合体はRacとCdc42の下流で働くアクチン核化・重合因子であり、既存のアクチン線維の側面に結合して、そこを起点にアクチン線維の伸展を促すことで枝分かれ構造を形成する[32]。RacとCdc42は、それぞれWASP-like Verprolin-homologous protein（WAVE）とN-WASP/WASP（Wiskott-Aldrich syndrome protein）と呼ばれる足場タンパク質を介してArp2/3依存的なアクチン重合を引き起こす[33]。N-WASP／WASP、WAVEは共通したドメイン構造を持ち、PH領域、RacあるいはCdc42の結合するCRIB領域、Arp2/3活性化を促すVCA領域（verprolin-like motif、cofilin-like motif、acidic motif）などからなる。不活性化状態では分子内結合を介してVCA領域の活性が抑制されているが、CRIB領域へのRacあるいはCdc42の結合によりVCA領域の活性抑制が解除され、Arp2/3を介したアクチン重合が促される。Rac活性化はWAVEの細胞辺縁部への集積を促し、Arp2/3を介してラメリポディアの形成を促す[34]。Cdc42活性化によるフィロポディア誘導にはN-WASPの関与も示唆されているが[35]、近年Cdc42によるフィロポディア形成にmDia2が関与すること、mDia2がCdc42に直接結合することが示された[36]。

p21-activated kinase

　P21-activated kinase (PAK)はRacとCdc42の共通のエフェクターである[37]。PAKの基質にはアクチン細胞骨格制御に関与するものが数多く含まれる。例えば、PAKはMyosin light chain kinase (MLCK)をリン酸化して、その活性を抑制する[38]。また、PAKはLIM kinaseによるコフィリンのリン酸化も促し、コフィリンによるアクチン脱重合を阻害する[39] [40]。アクチン細胞骨格制御以外にも、PAKは微小管脱重合因子のStathmin/Op18をリン酸化により抑制し、微小管の安定化にも関与すると考えられている[41] [42]。

p35/cyclin-dependent kinase 5

　P35/cyclin-dependent kinase 5 (Cdk5)も活性型Racに結合するRacエフェクターであり、Rac、PAKと共に複合体を形成する[43]。p35/cdk5によるPAKのリン酸化はPAKのキナーゼ活性を抑制することから、Racエフェクター間での相互作用が伺える。

Myotonic dystrophy kinase-related Cdc42-binding kinase

　Myotonic dystrophy kinase-related Cdc42-binding kinase（MRCK）はCdc42特異的なエフェクターである[44]。過剰発現実験から、Cdc42によるフィロポディア誘導に関与することが示唆されているが、その作用機序は不明である。

　細胞極性形成にはPar6/Par3/APKC複合体やPI 3-kinaseによるPtdIns(3,4,5)P3の産生が重要である。活性型Cdc42はPar6と直接結合し、Par6/Par3/aPKC複合体の局在制御やaPKCの活性化を引き起こす。この作用は細胞遊走や軸索形成など細胞極性の形成に関与すると考えられている[45] [46]。活性型のCdc42やRacによる細胞遊走はPI 3-kinase依存的であるが[47]、活性型RacはPI 3-kinaseの活性を直接増強できることが示されている[48]。

　さらにRacやCdc42は、足場タンパク質 IQ motif-containing GTPase activating protein（IQGAP）を介して、細胞骨格、細胞接着、細胞周期など多様な機能を統御することも示唆されている[49]。

神経系での機能

神経上皮細胞

　発生脳において、脳室帯に存在する神経上皮細胞（神経幹細胞）の増殖や分化には、Rhoファミリーを介した適切な細胞極性の形成・維持が不可欠である。例えば、神経上皮細胞間の細胞接着とそれを裏打ちするアクチン線維束の形成にはRhoAとmDia1/mDia3が関与するが、このシグナル伝達経路の破綻は脳室帯での異所性肥厚（heterotopia）を引き起こす[50]　[51]　[52]。一方、ROCK阻害薬Y-27632はこれらの構造に影響を与えないことから、神経上皮細胞の極性形成にはRhoA-mDia経路が特異的に関わる[50]。また、神経上皮細胞の細胞極性にはCdc42が不可欠であるが、この欠損は神経幹細胞の異所性増殖を引き起こす[53] [54]。Rac1欠損マウスでは神経前駆細胞が減少して小頭症を呈することから、神経上皮細胞の維持におけるRac1の重要性も示唆されている[55]。

神経前駆細胞の移動

　神経前駆細胞の移動は、先導突起の伸長、中心体の先導突起方向への移動とそれに引き続く細胞核・細胞体の中心体方向への移動から構成される[56]。興奮性神経前駆細胞は、放射状グリア（radial glia）の突起に沿って脳表面方向に移動し、大脳皮質層構造を形成する。この移動様式をradial migrationと呼び、Rac、Cdc42の重要性が示されている[57] [58]。先導突起の形成にはRacの関与が示唆されている。RacとCdc42では神経前駆細胞内の局在が異なることから、機能的な違いが推測されている[57]。一方radial migrationの初期におけるmultipolar shapeからbipolar shapeへの移行やその後の細胞移動にはRhoAの不活性化が重要である[59]。このRhoAの不活性化にはRnd2やRnd3の関与が示唆されている。

　抑制性神経前駆細胞は、基底核原基から脳表面と平行に移動し、大脳皮質、海馬、嗅球などの広範な領域に到達する。この移動様式をtangential migrationと呼ぶが、この過程でのRhoファミリーの役割が明らかにされつつある。近年、遺伝子欠損マウスを用いた解析から、tangential migrationにおけるRho-mDia経路が明らかにされた[26]。すなわち、mDia1とmDia3の二重欠損マウスでは、大脳皮質と嗅球における抑制性神経前駆細胞のtangential migrationが著明に障害される。一方、このマウスでは興奮性神経前駆細胞のradial migrationと大脳皮質層構造には異常を認めず、radial migrationとtangential migrationでは細胞骨格の制御様式が異なることが示された。さらに蛍光ライブイメージングから、抑制性神経前駆細胞の細胞体移動には、細胞体後部におけるmDiaの集積とmDia依存的なアクチン重合が必須であることが示唆されている[26]。

神経突起の伸展

　神経突起の形成と伸長は、突起先端の成長円錐でのアクチン細胞骨格の再編成と、それに引き続く微小管の配向、安定化を必要とする。PC12やN1E-115など神経様細胞株を用いた解析から、RhoAの活性化は突起伸展を抑制し、Rac及びCdc42の活性化は突起伸展を促進することが示された[60] [61]。初代培養神経細胞においても、Rho、Rac、Cdc42は同様の作用を示す[62]。RhoAによる突起伸展抑制にはROCKが重要な働きを担う[62]。アメフラシの成長円錐では、RhoA-ROCKの活性化は成長円錐におけるアクトミオシン束を増強することが報告されている[63]。また、初代培養小脳顆粒細胞において、RhoA-ROCK経路による突起伸展抑制には、LIM kinaseによるアクチン脱重合抑制が関与することも示唆されている[64]。後根神経節細胞の突起伸展では、ROCKは軸索伸展に不可欠なCRMP-2をリン酸化して、その機能を抑制する[65]。一方、初代培養小脳顆粒細胞や海馬スライス培養を用いた解析から、SDF-1α投与による突起伸展促進におけるmDiaの重要性が示唆されているが[66] [67]、生理的な突起伸展制御におけるmDiaの役割は不明である。Racによる突起伸展促進作用には、WAVE-Arp2/3による成長円錐のラメリポディア形成の役割が小脳顆粒細胞を用いた実験から示唆されている[34]。PC-12細胞と海馬初代培養神経細胞を用いた解析から、Cdc42による神経突起伸展にはN-WASP-Arp2/3が関与することが示されている[68]。

　上記の研究は主に軸索を対象として行われてきたが、同様のRhoファミリーの役割が樹状突起の形成においても示されている[62]。すなわち、RhoA-ROCKの活性化は樹状突起の形成を抑制し、すでに形成された樹状突起を単純化させる。一方、Racは樹状突起の形成に促進的に働く。Cdc42も樹状突起の形成に促進的に働くことが報告されてはいるが、抑制に働くとする報告もある。

　細胞外刺激による神経突起伸展におけるRhoファミリーの制御機構についても研究が進んでいる。神経突起伸展に伴うRhoAの活性抑制には、別のRhoファミリータンパク質であるRndが重要な働きを持つことが示されている。例えばRnd3／RhoEの遺伝子欠損マウス由来の海馬初代培養神経細胞では、RhoA-ROCKの活性亢進により神経突起の数や長さが減少する[69]。PC-12細胞では、FGF刺激による神経突起伸展促進におけるRnd1の関与も示されている[70]。Rnd1とRnd3はP190RhoGAPによりRhoAの不活性化を促すことから[13]、この作用が突起伸展を促進する可能性が考えられる。神経突起伸展に伴うRacの活性化には、別のRhoファミリータンパク質であるRhoGの関与が報告されている[71]。RhoGは足場タンパク質ElmoとRac GEFのDock180と三量体を形成しているが、NGF受容体の活性化はTrioを介しRhoGを活性化し、これがElmo-Dock180を介したRac活性化を促す[71]。

　神経活動はNMDA受容体活性化による樹状突起伸展を促すが、この作用にはRhoAの抑制とRac、Cdc42の活性化の関与が示唆されている。海馬初代培養神経細胞では、NMDA受容体活性化が細胞内Ca2+依存的にTiam1をリン酸化し、これがRacの活性化を介して樹状突起伸展を促進することが示唆されている[72]。また、海馬初代培養神経細胞では、BDNFによる樹状突起伸展の促進にCLICKIII/CaMKIγが重要であること、この下流でRacGEFのSTEFによるRac活性化が関わることが示唆されている[73]。

神経突起の極性形成

　通常、神経細胞は一本の長い軸索と複数の樹状突起を持ち、軸索と樹状突起では局在化する分子群や細胞骨格の走行が異なる。初代培養神経細胞における軸索と樹状突起の分化には、突起先端でのPI 3-kinaseによるPtdIns(3,4,5)P3産生やPar6/Par3/aPKC複合体の集積が重要である[74] [75]。Rhoファミリー分子群は、このPar6/Par3/aPKCの集積やPI 3-kinaseの制御に重要な働きを担う。軸索になる長い突起の先端にはPI 3-kinaseとRap1bを介してCdc42が集積する[46]。Cdc42の活性化はPar6/Par3/aPKC複合体の局在を制御すると同時にaPKCの活性化を促すことが知られる。Par3はSTEF/Tiam1への結合を介してRacの活性化を誘導することから[76]、突起先端へのPar3の集積は局所的なRacの活性化を介して軸索伸展を促進すると考えられている。さらにRacの活性化は、PI 3-kinaseによるPtdIns(3,4,5)P3産生を増強することから、PI 3-kinase－Rap1b－Cdc42－Par6/Par3－STEF/Tiam1－Rac－PI 3-kinaseからなる正のフィードバック回路が提唱されている[48]。

神経突起のガイダンス

　神経細胞から伸びた軸索は、様々なガイダンス分子により誘導され、標的細胞とシナプスを形成する。ガイダンス分子は成長円錐に局在する受容体に結合し、Rhoファミリーによる細胞骨格の再編成を誘導して、軸索の伸展方向を決定する。

セマフォリン

　セマフォリン（Semaphorins）は主に軸索反発を引き起こすガイダンス分子である[77]。セマフォリンの一つSema-4Dによる軸索反発には、Sema-4Dの受容体Plexin-B1と複合体を形成するRho GEFのLARGやPDZ-Rho GEFによるRhoA活性化が重要である[78]。セマフォリンによる軸索反発作用にはPlexinのR-Ras GAP活性が必須である。Plexin-A1とPlexin-B1のR-Ras GAP活性にはRnd1が必須であり、Plexin-D1のR-Ras GAP活性にはRnd2が必須である[79] [80] [81]。

エフリン

　エフリン（Ephrins）も主に軸索反発を引き起こすガイダンス分子であり、RhoAの活性化とRacの不活性化が関与する[77]。エフリン受容体の一つEphA4はRho GEFであるEphexinと複合体を形成するが、ephexinはエフリンによるRhoA活性化に重要である[82]。さらに、EphA4活性化はRac GAPであるΑ-chimaerinを介してRacの活性を抑制する[83]。EphA4やα-chimaerinの遺伝子欠損マウスでは、脊髄正中線での軸索反発作用が障害され、皮質脊髄路神経細胞や脊髄興奮性神経細胞が反対側に異常な軸索投射を示す[83] [84]。

スリット

　スリット（Slit）は受容体Roboを介して軸索反発を引き起こすガイダンス分子である。過剰発現系では、Slit-RoboによりRacの活性化が誘導される。さらに、ショウジョウバエの遺伝学的解析から、Slitによる軸索反発にはRacそのものに加え、Ras/Rac GEFのSosやRacエフェクターのPAKの関与が示唆された[85]。また、ショウジョウバエの神経細胞では、Rac特異的GAPであるCrGAP/VilseもSlit-Roboによる軸索反発に関与することが示唆されている[86]。

ネトリン

　ネトリンは状況に応じて軸索誘引と軸索反発を引き起こすガイダンス分子である。大脳皮質初代培養神経細胞では、ネトリンはDCCに結合して軸索誘引作用を誘導するが、この作用にはDOCK180やTrioを介したRac活性化が関わると考えられている[87] [88]。

損傷後の軸索再生

　損傷後の軸索再生は、]]myelin-associated glycoprotein]] (MAG)、Nogo-A、Chondroitin sulfate proteoglycans (CSPGs)、oligodendrocyte myelin glycoprotein (OMgp) などのミエリンおよびオリゴデンドロサイト由来の軸索伸展抑制因子により阻害される。これら抑制因子の作用は、C3酵素によるRhoAの不活性化やY-27632によるROCK阻害により抑制される[89]。さらに、ROCK－II欠損マウス由来の後根神経節細胞は、Nogo-22やCSPGによる軸索伸展抑制作用が減弱していた[90]。これらの知見から、RhoA-ROCK経路の重要性が示唆されてきた。ROCK-II欠損マウスでは、脊髄損傷モデルにおける軸索損傷後の回復が促進することも報告されている[90]。MAGやNogo-AによるNogo受容体（NgR）活性化は、co-receptorのp75とRho GDIの結合を強化して、Rho GDIからのRhoA遊離を促進する[91]。遊離されたRhoAはRac/Rho GEFであるKalirin-9により活性化されると考えられている[92]。MAGによる軸索伸展抑制には、Rho-ROCKによるCRMP-2リン酸化の関与が示唆されている[93]。

シナプス形成とシナプス可塑性

　中枢神経系の興奮性シナプスの多くは、棘突起（スパイン）と呼ばれる樹状突起にある微小突起上に形成される。スパインは、神経活動に依存した形態変化や形成・消失を示し、神経可塑性に深く関わる[94]。スパインはアクチン線維に富む構造体であることから[95] [96]、アクチン細胞骨格の主たる制御因子であるRhoファミリーの関与に興味がもたれてきた。

　初代培養神経細胞やスライス培養細胞では、スパインの形成・維持に対し、Racは促進的に、RhoAは抑制的に作用する[62]。これに合致し、大脳皮質や海馬の錐体細胞において、Rac GEFであるKalirin-7やTiam1はNMDA型グルタミン酸受容体と複合体を形成し、これらGEFの機能阻害によりスパインの密度が減少することも示されている[97]。海馬初代培養神経細胞において、Tiam1のスパインへの局在はPar3依存的であり、Par3の発現抑制ではTiam1の局在がスパインから樹状突起に移行し、異所性のフィロポディアがRac依存的に形成される[98]。一方、Par3と複合体を形成するPar6はP190RhoGAPによるRho不活性化を介してスパイン形成を促進することが示唆されている[99]。海馬錐体細胞ではCdc42もスパインの形成・維持に促進的であることが示されているが[100]、関与がないとする報告もある[101]。Cdc42には、C末端にイソプレニル化を受ける通常のアイソフォームとは異なり、パルミトイル化される脳特異的なalternative splicing isoformが存在する[102]。海馬初代培養神経細胞において、パルミトイル化Cdc42はスパインに集積し、スパイン形成を促進することが示唆されている[102]。Cdc42のパルミトイル化は神経活動依存的に変化することも示されており、Cdc42によるスパイン密度の制御は状況により変化すると考えられる[102]。

　スパインの形態はシナプス可塑性に伴って大きく変化し、大脳皮質や海馬の錐体細胞では、長期増強（long-term potentiation）ではスパインの増大が、長期抑圧（long-term depression）ではスパインの縮小が見られる[103] [104]。このスパインの形態変化はアクチン動態の変化を伴い、またアクチン細胞骨格依存的であることから、Rhoファミリーの関与が調べられてきた。二光子顕微鏡を用いた海馬スライスのイメージングから、グルタミン酸受容体の活性化がスパインでのCdc42とRhoAの活性化を誘導すること、活動依存的なスパインの増大にCdc42とRhoAが共に重要であることが示された[105]。Cdc42の活性化はスパインに長期的に留まるのに対し、RhoAの活性化はスパインから樹状突起へと拡散する。この活性化のパターンと合致し、Cdc42の活性化はスパインの増大の維持に、RhoAの活性化は初期のスパインの増大に重要であることが示唆されている[105]。活動依存的なスパイン増大におけるCdc42、RhoAの作用には、それぞれPAKとROCKが関与していることが示唆されている[105]。コフィリンとミオシン活性化はシナプス可塑性に重要であることから、現在、PAKによるコフィリン不活性化やROCKによるミオシン活性化がシナプス可塑性に関与する可能性が検討されている[96]。Rhoサブクラスのエフェクターの一つCitronは視床などの興奮性神経細胞のシナプス後肥厚部に集積し、PSD-95やNMDA型受容体と複合体を形成する[106]。Citron欠損マウスでは大脳皮質や海馬の錐体細胞のスパインの密度が減少するが[107]、その作用機序は不明である。

　また、Rac1やRacエフェクターのWAVE1の遺伝子欠損マウスでも海馬での長期増強や記憶学習の障害が認められることから[108] [109]、活動依存的なスパイン増大にRacが関わる可能性が考えられる。これに合致し、Rac GEFであるkalirin-7はNMDA受容体活性化によるスパイン増大とAMPA受容体の表面提示に重要であるが示されている。大脳皮質の錐体細胞では、NMDA受容体刺激はΑ-CaMKII依存的にkalirin-7をリン酸化し、Racの活性化を誘導する[110]。NMDA受容体刺激によるTiam1のリン酸化と活性化も報告されている[72]。β-PIXによるCdc42とRacの活性化も海馬錐体細胞のスパインの形成や形態制御に重要な働きを担うが、Β-PIXは足場タンパク質GITを介してスパインに局在し、CaMKK-CaMKIαによるリン酸化により活性化される[111]。海馬初代培養神経細胞において、Rhoサブクラス特異的なGEFであるLfcも、NMDA受容体刺激によりスパインへ移行し、スパインの密度や形態の制御に関わると考えられている[112]。

　エフリンによるスパイン形態の制御においてもRhoファミリーは重要な役割を担う。海馬初代培養神経細胞において、Ephrin-B1によるEphB2刺激はRac GEFであるkalirin-7のスパインへの移行を促し、Rac-PAK経路を介してスパインを増大させることが示されている[113]。EphB活性化によるスパイン密度の増加にはRac GEFのTiam1の関与も示されている[114]。Cdc42とそのGEFであるIntersectin-Lは海馬初代培養神経細胞のスパイン形成に関わるが、Ephrin-B2刺激はintersectin-Lを介したCdc42活性化を誘導する[100]。また、海馬の初代培養神経細胞やスライス培養細胞では、Ephrin-A1によるEphA4刺激はCdk5によるリン酸化を介してRho GEFのephexin1を活性化し、スパインの退縮とシナプス伝達の減弱を引き起こすことも示されている[115]。

　知的障害 (Intellectual Disability, ID) は、他の特徴的な身体所見、臨床経過および生化学的所見をもつ疾患によってIDを示す症候性IDと、知能以外の特徴的な症状を伴わない非症候性IDに大別される。非症候性IDの多くはスパインの形態異常を伴う[116]。これに合致して、非症候性精神遅滞の原因遺伝子として、Oligophrenin-1（OPHN1; Rho GAP)、PAK3 (PAK3; Rac1/Cdc42エフェクター、Ser/Thr kinase)、ARHGEF6 (ΑPIX/Cool-2; Rac, Cdc42 GEF) など、数多くのRhoシグナル関連遺伝子が同定されてきた。Oligophrenin-1は海馬錐体細胞のシナプス前部、シナプス後部に共に存在し、グルタミン酸作動性シナプス伝達の促進[117]やシナプス小胞の制御に関わることが報告されている[118]。

参考文献

  1. ↑ 1.0 1.1 1.2 1.3 Etienne-Manneville, S., & Hall, A. (2002).
    Rho GTPases in cell biology. Nature, 420(6916), 629-35. [PubMed:12478284] [WorldCat] [DOI]
  2. ↑ Madaule, P., & Axel, R. (1985).
    A novel ras-related gene family. Cell, 41(1), 31-40. [PubMed:3888408] [WorldCat] [DOI]
  3. ↑ Didsbury, J., Weber, R.F., Bokoch, G.M., Evans, T., & Snyderman, R. (1989).
    rac, a novel ras-related family of proteins that are botulinum toxin substrates. The Journal of biological chemistry, 264(28), 16378-82. [PubMed:2674130] [WorldCat]
  4. ↑ Munemitsu, S., Innis, M.A., Clark, R., McCormick, F., Ullrich, A., & Polakis, P. (1990).
    Molecular cloning and expression of a G25K cDNA, the human homolog of the yeast cell cycle gene CDC42. Molecular and cellular biology, 10(11), 5977-82. [PubMed:2122236] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  5. ↑ Ohashi, Y., & Narumiya, S. (1987).
    ADP-ribosylation of a Mr 21,000 membrane protein by type D botulinum toxin. The Journal of biological chemistry, 262(4), 1430-3. [PubMed:3805032] [WorldCat]
  6. ↑ Narumiya, S., Sekine, A., & Fujiwara, M. (1988).
    Substrate for botulinum ADP-ribosyltransferase, Gb, has an amino acid sequence homologous to a putative rho gene product. The Journal of biological chemistry, 263(33), 17255-7. [PubMed:3141419] [WorldCat]
  7. ↑ Nishiki, T., Narumiya, S., Morii, N., Yamamoto, M., Fujiwara, M., Kamata, Y., ..., & Kozaki, S. (1990).
    ADP-ribosylation of the rho/rac proteins induces growth inhibition, neurite outgrowth and acetylcholine esterase in cultured PC-12 cells. Biochemical and biophysical research communications, 167(1), 265-72. [PubMed:2106882] [WorldCat] [DOI]
  8. ↑ Morii, N., Teru-uchi, T., Tominaga, T., Kumagai, N., Kozaki, S., Ushikubi, F., & Narumiya, S. (1992).
    A rho gene product in human blood platelets. II. Effects of the ADP-ribosylation by botulinum C3 ADP-ribosyltransferase on platelet aggregation. The Journal of biological chemistry, 267(29), 20921-6. [PubMed:1400407] [WorldCat]
  9. ↑ Mabuchi, I., Hamaguchi, Y., Fujimoto, H., Morii, N., Mishima, M., & Narumiya, S. (1993).
    A rho-like protein is involved in the organisation of the contractile ring in dividing sand dollar eggs. Zygote (Cambridge, England), 1(4), 325-31. [PubMed:8081830] [WorldCat]
  10. ↑ Ridley, A.J., & Hall, A. (1992).
    The small GTP-binding protein rho regulates the assembly of focal adhesions and actin stress fibers in response to growth factors. Cell, 70(3), 389-99. [PubMed:1643657] [WorldCat] [DOI]
  11. ↑ Hall, A. (1998).
    Rho GTPases and the actin cytoskeleton. Science (New York, N.Y.), 279(5350), 509-14. [PubMed:9438836] [WorldCat] [DOI]
  12. ↑ 12.0 12.1 Boureux, A., Vignal, E., Faure, S., & Fort, P. (2007).
    Evolution of the Rho family of ras-like GTPases in eukaryotes. Molecular biology and evolution, 24(1), 203-16. [PubMed:17035353] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  13. ↑ 13.0 13.1 Chardin, P. (2006).
    Function and regulation of Rnd proteins. Nature reviews. Molecular cell biology, 7(1), 54-62. [PubMed:16493413] [WorldCat] [DOI]
  14. ↑ 14.0 14.1 García-Mata, R., & Burridge, K. (2007).
    Catching a GEF by its tail. Trends in cell biology, 17(1), 36-43. [PubMed:17126549] [WorldCat] [DOI]
  15. ↑ Côté, J.F., & Vuori, K. (2007).
    GEF what? Dock180 and related proteins help Rac to polarize cells in new ways. Trends in cell biology, 17(8), 383-93. [PubMed:17765544] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  16. ↑ 16.0 16.1 Tcherkezian, J., & Lamarche-Vane, N. (2007).
    Current knowledge of the large RhoGAP family of proteins. Biology of the cell, 99(2), 67-86. [PubMed:17222083] [WorldCat] [DOI]
  17. ↑ 17.0 17.1 Garcia-Mata, R., Boulter, E., & Burridge, K. (2011).
    The 'invisible hand': regulation of RHO GTPases by RHOGDIs. Nature reviews. Molecular cell biology, 12(8), 493-504. [PubMed:21779026] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  18. ↑ Narumiya, S., Ishizaki, T., & Watanabe, N. (1997).
    Rho effectors and reorganization of actin cytoskeleton. FEBS letters, 410(1), 68-72. [PubMed:9247125] [WorldCat] [DOI]
  19. ↑ Narumiya, S., Tanji, M., & Ishizaki, T. (2009).
    Rho signaling, ROCK and mDia1, in transformation, metastasis and invasion. Cancer metastasis reviews, 28(1-2), 65-76. [PubMed:19160018] [WorldCat] [DOI]
  20. ↑ Watanabe, N., Kato, T., Fujita, A., Ishizaki, T., & Narumiya, S. (1999).
    Cooperation between mDia1 and ROCK in Rho-induced actin reorganization. Nature cell biology, 1(3), 136-43. [PubMed:10559899] [WorldCat] [DOI]
  21. ↑ Amano, M., Ito, M., Kimura, K., Fukata, Y., Chihara, K., Nakano, T., ..., & Kaibuchi, K. (1996).
    Phosphorylation and activation of myosin by Rho-associated kinase (Rho-kinase). The Journal of biological chemistry, 271(34), 20246-9. [PubMed:8702756] [WorldCat] [DOI]
  22. ↑ Kimura, K., Ito, M., Amano, M., Chihara, K., Fukata, Y., Nakafuku, M., ..., & Kaibuchi, K. (1996).
    Regulation of myosin phosphatase by Rho and Rho-associated kinase (Rho-kinase) Science (New York, N.Y.), 273(5272), 245-8. [PubMed:8662509] [WorldCat] [DOI]
  23. ↑ Uehata, M., Ishizaki, T., Satoh, H., Ono, T., Kawahara, T., Morishita, T., ..., & Narumiya, S. (1997).
    Calcium sensitization of smooth muscle mediated by a Rho-associated protein kinase in hypertension. Nature, 389(6654), 990-4. [PubMed:9353125] [WorldCat] [DOI]
  24. ↑ Maekawa, M., Ishizaki, T., Boku, S., Watanabe, N., Fujita, A., Iwamatsu, A., ..., & Narumiya, S. (1999).
    Signaling from Rho to the actin cytoskeleton through protein kinases ROCK and LIM-kinase. Science (New York, N.Y.), 285(5429), 895-8. [PubMed:10436159] [WorldCat] [DOI]
  25. ↑ 25.0 25.1 Li, Z., Dong, X., Dong, X., Wang, Z., Liu, W., Deng, N., ..., & Wu, D. (2005).
    Regulation of PTEN by Rho small GTPases. Nature cell biology, 7(4), 399-404. [PubMed:15793569] [WorldCat] [DOI]
  26. ↑ 26.0 26.1 26.2 Shinohara, R., Thumkeo, D., Kamijo, H., Kaneko, N., Sawamoto, K., Watanabe, K., ..., & Narumiya, S. (2012).
    A role for mDia, a Rho-regulated actin nucleator, in tangential migration of interneuron precursors. Nature neuroscience, 15(3), 373-80, S1-2. [PubMed:22246438] [WorldCat] [DOI]
  27. ↑ 27.0 27.1 Goode, B.L., & Eck, M.J. (2007).
    Mechanism and function of formins in the control of actin assembly. Annual review of biochemistry, 76, 593-627. [PubMed:17373907] [WorldCat] [DOI]
  28. ↑ Higashida, C., Miyoshi, T., Fujita, A., Oceguera-Yanez, F., Monypenny, J., Andou, Y., ..., & Watanabe, N. (2004).
    Actin polymerization-driven molecular movement of mDia1 in living cells. Science (New York, N.Y.), 303(5666), 2007-10. [PubMed:15044801] [WorldCat] [DOI]
  29. ↑ Palazzo, A.F., Cook, T.A., Alberts, A.S., & Gundersen, G.G. (2001).
    mDia mediates Rho-regulated formation and orientation of stable microtubules. Nature cell biology, 3(8), 723-9. [PubMed:11483957] [WorldCat] [DOI]
  30. ↑ Ishizaki, T., Morishima, Y., Okamoto, M., Furuyashiki, T., Kato, T., & Narumiya, S. (2001).
    Coordination of microtubules and the actin cytoskeleton by the Rho effector mDia1. Nature cell biology, 3(1), 8-14. [PubMed:11146620] [WorldCat] [DOI]
  31. ↑ Wen, Y., Eng, C.H., Schmoranzer, J., Cabrera-Poch, N., Morris, E.J., Chen, M., ..., & Gundersen, G.G. (2004).
    EB1 and APC bind to mDia to stabilize microtubules downstream of Rho and promote cell migration. Nature cell biology, 6(9), 820-30. [PubMed:15311282] [WorldCat] [DOI]
  32. ↑ Pollard, T.D., & Cooper, J.A. (2009).
    Actin, a central player in cell shape and movement. Science (New York, N.Y.), 326(5957), 1208-12. [PubMed:19965462] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  33. ↑ Takenawa, T., & Suetsugu, S. (2007).
    The WASP-WAVE protein network: connecting the membrane to the cytoskeleton. Nature reviews. Molecular cell biology, 8(1), 37-48. [PubMed:17183359] [WorldCat] [DOI]
  34. ↑ 34.0 34.1 Tahirovic, S., Hellal, F., Neukirchen, D., Hindges, R., Garvalov, B.K., Flynn, K.C., ..., & Bradke, F. (2010).
    Rac1 regulates neuronal polarization through the WAVE complex. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 30(20), 6930-43. [PubMed:20484635] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  35. ↑ Miki, H., Sasaki, T., Takai, Y., & Takenawa, T. (1998).
    Induction of filopodium formation by a WASP-related actin-depolymerizing protein N-WASP. Nature, 391(6662), 93-6. [PubMed:9422512] [WorldCat] [DOI]
  36. ↑ Beli, P., Mascheroni, D., Xu, D., & Innocenti, M. (2008).
    WAVE and Arp2/3 jointly inhibit filopodium formation by entering into a complex with mDia2. Nature cell biology, 10(7), 849-57. [PubMed:18516090] [WorldCat] [DOI]
  37. ↑ Bokoch, G.M. (2003).
    Biology of the p21-activated kinases. Annual review of biochemistry, 72, 743-81. [PubMed:12676796] [WorldCat] [DOI]
  38. ↑ Sanders, L.C., Matsumura, F., Bokoch, G.M., & de Lanerolle, P. (1999).
    Inhibition of myosin light chain kinase by p21-activated kinase. Science (New York, N.Y.), 283(5410), 2083-5. [PubMed:10092231] [WorldCat] [DOI]
  39. ↑ Yang, N., Higuchi, O., Ohashi, K., Nagata, K., Wada, A., Kangawa, K., ..., & Mizuno, K. (1998).
    Cofilin phosphorylation by LIM-kinase 1 and its role in Rac-mediated actin reorganization. Nature, 393(6687), 809-12. [PubMed:9655398] [WorldCat] [DOI]
  40. ↑ Edwards, D.C., Sanders, L.C., Bokoch, G.M., & Gill, G.N. (1999).
    Activation of LIM-kinase by Pak1 couples Rac/Cdc42 GTPase signalling to actin cytoskeletal dynamics. Nature cell biology, 1(5), 253-9. [PubMed:10559936] [WorldCat] [DOI]
  41. ↑ Daub, H., Gevaert, K., Vandekerckhove, J., Sobel, A., & Hall, A. (2001).
    Rac/Cdc42 and p65PAK regulate the microtubule-destabilizing protein stathmin through phosphorylation at serine 16. The Journal of biological chemistry, 276(3), 1677-80. [PubMed:11058583] [WorldCat] [DOI]
  42. ↑ Wittmann, T., Bokoch, G.M., & Waterman-Storer, C.M. (2003).
    Regulation of leading edge microtubule and actin dynamics downstream of Rac1. The Journal of cell biology, 161(5), 845-51. [PubMed:12796474] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  43. ↑ Nikolic, M., Chou, M.M., Lu, W., Mayer, B.J., & Tsai, L.H. (1998).
    The p35/Cdk5 kinase is a neuron-specific Rac effector that inhibits Pak1 activity. Nature, 395(6698), 194-8. [PubMed:9744280] [WorldCat] [DOI]
  44. ↑ Leung, T., Chen, X.Q., Tan, I., Manser, E., & Lim, L. (1998).
    Myotonic dystrophy kinase-related Cdc42-binding kinase acts as a Cdc42 effector in promoting cytoskeletal reorganization. Molecular and cellular biology, 18(1), 130-40. [PubMed:9418861] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  45. ↑ Etienne-Manneville, S., & Hall, A. (2001).
    Integrin-mediated activation of Cdc42 controls cell polarity in migrating astrocytes through PKCzeta. Cell, 106(4), 489-98. [PubMed:11525734] [WorldCat] [DOI]
  46. ↑ 46.0 46.1 Schwamborn, J.C., & Püschel, A.W. (2004).
    The sequential activity of the GTPases Rap1B and Cdc42 determines neuronal polarity. Nature neuroscience, 7(9), 923-9. [PubMed:15286792] [WorldCat] [DOI]
  47. ↑ Keely, P.J., Westwick, J.K., Whitehead, I.P., Der, C.J., & Parise, L.V. (1997).
    Cdc42 and Rac1 induce integrin-mediated cell motility and invasiveness through PI(3)K. Nature, 390(6660), 632-6. [PubMed:9403696] [WorldCat] [DOI]
  48. ↑ 48.0 48.1 Arimura, N., & Kaibuchi, K. (2007).
    Neuronal polarity: from extracellular signals to intracellular mechanisms. Nature reviews. Neuroscience, 8(3), 194-205. [PubMed:17311006] [WorldCat] [DOI]
  49. ↑ Briggs, M.W., & Sacks, D.B. (2003).
    IQGAP proteins are integral components of cytoskeletal regulation. EMBO reports, 4(6), 571-4. [PubMed:12776176] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  50. ↑ 50.0 50.1 Thumkeo, D., Shinohara, R., Watanabe, K., Takebayashi, H., Toyoda, Y., Tohyama, K., ..., & Narumiya, S. (2011).
    Deficiency of mDia, an actin nucleator, disrupts integrity of neuroepithelium and causes periventricular dysplasia. PloS one, 6(9), e25465. [PubMed:21980468] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  51. ↑ Katayama, K., Melendez, J., Baumann, J.M., Leslie, J.R., Chauhan, B.K., Nemkul, N., ..., & Yoshida, Y. (2011).
    Loss of RhoA in neural progenitor cells causes the disruption of adherens junctions and hyperproliferation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 108(18), 7607-12. [PubMed:21502507] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  52. ↑ Herzog, D., Loetscher, P., van Hengel, J., Knüsel, S., Brakebusch, C., Taylor, V., ..., & Relvas, J.B. (2011).
    The small GTPase RhoA is required to maintain spinal cord neuroepithelium organization and the neural stem cell pool. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 31(13), 5120-30. [PubMed:21451048] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  53. ↑ Cappello, S., Attardo, A., Wu, X., Iwasato, T., Itohara, S., Wilsch-Bräuninger, M., ..., & Götz, M. (2006).
    The Rho-GTPase cdc42 regulates neural progenitor fate at the apical surface. Nature neuroscience, 9(9), 1099-107. [PubMed:16892058] [WorldCat] [DOI]
  54. ↑ Chen, L., Liao, G., Yang, L., Campbell, K., Nakafuku, M., Kuan, C.Y., & Zheng, Y. (2006).
    Cdc42 deficiency causes Sonic hedgehog-independent holoprosencephaly. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 103(44), 16520-5. [PubMed:17050694] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  55. ↑ Chen, L., Melendez, J., Campbell, K., Kuan, C.Y., & Zheng, Y. (2009).
    Rac1 deficiency in the forebrain results in neural progenitor reduction and microcephaly. Developmental biology, 325(1), 162-70. [PubMed:19007770] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  56. ↑ Marín, O., Valdeolmillos, M., & Moya, F. (2006).
    Neurons in motion: same principles for different shapes? Trends in neurosciences, 29(12), 655-61. [PubMed:17046074] [WorldCat] [DOI]
  57. ↑ 57.0 57.1 Konno, D., Yoshimura, S., Hori, K., Maruoka, H., & Sobue, K. (2005).
    Involvement of the phosphatidylinositol 3-kinase/rac1 and cdc42 pathways in radial migration of cortical neurons. The Journal of biological chemistry, 280(6), 5082-8. [PubMed:15557338] [WorldCat] [DOI]
  58. ↑ Kawauchi, T., Chihama, K., Nabeshima, Y., & Hoshino, M. (2003).
    The in vivo roles of STEF/Tiam1, Rac1 and JNK in cortical neuronal migration. The EMBO journal, 22(16), 4190-201. [PubMed:12912917] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  59. ↑ Pacary, E., Heng, J., Azzarelli, R., Riou, P., Castro, D., Lebel-Potter, M., ..., & Guillemot, F. (2011).
    Proneural transcription factors regulate different steps of cortical neuron migration through Rnd-mediated inhibition of RhoA signaling. Neuron, 69(6), 1069-84. [PubMed:21435554] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  60. ↑ Sarner, S., Kozma, R., Ahmed, S., & Lim, L. (2000).
    Phosphatidylinositol 3-kinase, Cdc42, and Rac1 act downstream of Ras in integrin-dependent neurite outgrowth in N1E-115 neuroblastoma cells. Molecular and cellular biology, 20(1), 158-72. [PubMed:10594018] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  61. ↑ Yamaguchi, Y., Katoh, H., Yasui, H., Mori, K., & Negishi, M. (2001).
    RhoA inhibits the nerve growth factor-induced Rac1 activation through Rho-associated kinase-dependent pathway. The Journal of biological chemistry, 276(22), 18977-83. [PubMed:11279039] [WorldCat] [DOI]
  62. ↑ 62.0 62.1 62.2 62.3 Govek, E.E., Newey, S.E., & Van Aelst, L. (2005).
    The role of the Rho GTPases in neuronal development. Genes & development, 19(1), 1-49. [PubMed:15630019] [WorldCat] [DOI]
  63. ↑ Zhang, X.F., Schaefer, A.W., Burnette, D.T., Schoonderwoert, V.T., & Forscher, P. (2003).
    Rho-dependent contractile responses in the neuronal growth cone are independent of classical peripheral retrograde actin flow. Neuron, 40(5), 931-44. [PubMed:14659092] [WorldCat] [DOI]
  64. ↑ Bito, H., Furuyashiki, T., Ishihara, H., Shibasaki, Y., Ohashi, K., Mizuno, K., ..., & Narumiya, S. (2000).
    A critical role for a Rho-associated kinase, p160ROCK, in determining axon outgrowth in mammalian CNS neurons. Neuron, 26(2), 431-41. [PubMed:10839361] [WorldCat] [DOI]
  65. ↑ Arimura, N., Ménager, C., Kawano, Y., Yoshimura, T., Kawabata, S., Hattori, A., ..., & Kaibuchi, K. (2005).
    Phosphorylation by Rho kinase regulates CRMP-2 activity in growth cones. Molecular and cellular biology, 25(22), 9973-84. [PubMed:16260611] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  66. ↑ Arakawa, Y., Bito, H., Furuyashiki, T., Tsuji, T., Takemoto-Kimura, S., Kimura, K., ..., & Narumiya, S. (2003).
    Control of axon elongation via an SDF-1alpha/Rho/mDia pathway in cultured cerebellar granule neurons. The Journal of cell biology, 161(2), 381-91. [PubMed:12707308] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  67. ↑ Ohshima, Y., Kubo, T., Koyama, R., Ueno, M., Nakagawa, M., & Yamashita, T. (2008).
    Regulation of axonal elongation and pathfinding from the entorhinal cortex to the dentate gyrus in the hippocampus by the chemokine stromal cell-derived factor 1 alpha. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 28(33), 8344-53. [PubMed:18701697] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  68. ↑ Banzai, Y., Miki, H., Yamaguchi, H., & Takenawa, T. (2000).
    Essential role of neural Wiskott-Aldrich syndrome protein in neurite extension in PC12 cells and rat hippocampal primary culture cells. The Journal of biological chemistry, 275(16), 11987-92. [PubMed:10766829] [WorldCat] [DOI]
  69. ↑ Peris, B., Gonzalez-Granero, S., Ballester-Lurbe, B., García-Verdugo, J.M., Pérez-Roger, I., Guerri, C., ..., & Guasch, R.M. (2012).
    Neuronal polarization is impaired in mice lacking RhoE expression. Journal of neurochemistry, 121(6), 903-14. [PubMed:22428561] [WorldCat] [DOI]
  70. ↑ Aoki, J., Katoh, H., Mori, K., & Negishi, M. (2000).
    Rnd1, a novel rho family GTPase, induces the formation of neuritic processes in PC12 cells. Biochemical and biophysical research communications, 278(3), 604-8. [PubMed:11095956] [WorldCat] [DOI]
  71. ↑ 71.0 71.1 Katoh, H., & Negishi, M. (2003).
    RhoG activates Rac1 by direct interaction with the Dock180-binding protein Elmo. Nature, 424(6947), 461-4. [PubMed:12879077] [WorldCat] [DOI]
  72. ↑ 72.0 72.1 Tolias, K.F., Bikoff, J.B., Burette, A., Paradis, S., Harrar, D., Tavazoie, S., ..., & Greenberg, M.E. (2005).
    The Rac1-GEF Tiam1 couples the NMDA receptor to the activity-dependent development of dendritic arbors and spines. Neuron, 45(4), 525-38. [PubMed:15721239] [WorldCat] [DOI]
  73. ↑ Takemoto-Kimura, S., Ageta-Ishihara, N., Nonaka, M., Adachi-Morishima, A., Mano, T., Okamura, M., ..., & Bito, H. (2007).
    Regulation of dendritogenesis via a lipid-raft-associated Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase CLICK-III/CaMKIgamma. Neuron, 54(5), 755-70. [PubMed:17553424] [WorldCat] [DOI]
  74. ↑ Shi, S.H., Jan, L.Y., & Jan, Y.N. (2003).
    Hippocampal neuronal polarity specified by spatially localized mPar3/mPar6 and PI 3-kinase activity. Cell, 112(1), 63-75. [PubMed:12526794] [WorldCat] [DOI]
  75. ↑ Ménager, C., Arimura, N., Fukata, Y., & Kaibuchi, K. (2004).
    PIP3 is involved in neuronal polarization and axon formation. Journal of neurochemistry, 89(1), 109-18. [PubMed:15030394] [WorldCat] [DOI]
  76. ↑ Nishimura, T., Yamaguchi, T., Kato, K., Yoshizawa, M., Nabeshima, Y., Ohno, S., ..., & Kaibuchi, K. (2005).
    PAR-6-PAR-3 mediates Cdc42-induced Rac activation through the Rac GEFs STEF/Tiam1. Nature cell biology, 7(3), 270-7. [PubMed:15723051] [WorldCat] [DOI]
  77. ↑ 77.0 77.1 Hall, A., & Lalli, G. (2010).
    Rho and Ras GTPases in axon growth, guidance, and branching. Cold Spring Harbor perspectives in biology, 2(2), a001818. [PubMed:20182621] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  78. ↑ Swiercz, J.M., Kuner, R., Behrens, J., & Offermanns, S. (2002).
    Plexin-B1 directly interacts with PDZ-RhoGEF/LARG to regulate RhoA and growth cone morphology. Neuron, 35(1), 51-63. [PubMed:12123608] [WorldCat] [DOI]
  79. ↑ Zanata, S.M., Hovatta, I., Rohm, B., & Püschel, A.W. (2002).
    Antagonistic effects of Rnd1 and RhoD GTPases regulate receptor activity in Semaphorin 3A-induced cytoskeletal collapse. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 22(2), 471-7. [PubMed:11784792] [PMC] [WorldCat]
  80. ↑ Oinuma, I., Ishikawa, Y., Katoh, H., & Negishi, M. (2004).
    The Semaphorin 4D receptor Plexin-B1 is a GTPase activating protein for R-Ras. Science (New York, N.Y.), 305(5685), 862-5. [PubMed:15297673] [WorldCat] [DOI]
  81. ↑ Uesugi, K., Oinuma, I., Katoh, H., & Negishi, M. (2009).
    Different requirement for Rnd GTPases of R-Ras GAP activity of Plexin-C1 and Plexin-D1. The Journal of biological chemistry, 284(11), 6743-51. [PubMed:19136556] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  82. ↑ Shamah, S.M., Lin, M.Z., Goldberg, J.L., Estrach, S., Sahin, M., Hu, L., ..., & Greenberg, M.E. (2001).
    EphA receptors regulate growth cone dynamics through the novel guanine nucleotide exchange factor ephexin. Cell, 105(2), 233-44. [PubMed:11336673] [WorldCat] [DOI]
  83. ↑ 83.0 83.1 Iwasato, T., Katoh, H., Nishimaru, H., Ishikawa, Y., Inoue, H., Saito, Y.M., ..., & Itohara, S. (2007).
    Rac-GAP alpha-chimerin regulates motor-circuit formation as a key mediator of EphrinB3/EphA4 forward signaling. Cell, 130(4), 742-53. [PubMed:17719550] [WorldCat] [DOI]
  84. ↑ Dottori, M., Hartley, L., Galea, M., Paxinos, G., Polizzotto, M., Kilpatrick, T., ..., & Boyd, A.W. (1998).
    EphA4 (Sek1) receptor tyrosine kinase is required for the development of the corticospinal tract. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 95(22), 13248-53. [PubMed:9789074] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  85. ↑ Fan, X., Labrador, J.P., Hing, H., & Bashaw, G.J. (2003).
    Slit stimulation recruits Dock and Pak to the roundabout receptor and increases Rac activity to regulate axon repulsion at the CNS midline. Neuron, 40(1), 113-27. [PubMed:14527437] [WorldCat] [DOI]
  86. ↑ Hu, H., Li, M., Labrador, J.P., McEwen, J., Lai, E.C., Goodman, C.S., & Bashaw, G.J. (2005).
    Cross GTPase-activating protein (CrossGAP)/Vilse links the Roundabout receptor to Rac to regulate midline repulsion. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 102(12), 4613-8. [PubMed:15755809] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  87. ↑ Li, X., Gao, X., Liu, G., Xiong, W., Wu, J., & Rao, Y. (2008).
    Netrin signal transduction and the guanine nucleotide exchange factor DOCK180 in attractive signaling. Nature neuroscience, 11(1), 28-35. [PubMed:18066058] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  88. ↑ Briançon-Marjollet, A., Ghogha, A., Nawabi, H., Triki, I., Auziol, C., Fromont, S., ..., & Lamarche-Vane, N. (2008).
    Trio mediates netrin-1-induced Rac1 activation in axon outgrowth and guidance. Molecular and cellular biology, 28(7), 2314-23. [PubMed:18212043] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  89. ↑ Kubo, T., Hata, K., Yamaguchi, A., & Yamashita, T. (2007).
    Rho-ROCK inhibitors as emerging strategies to promote nerve regeneration. Current pharmaceutical design, 13(24), 2493-9. [PubMed:17692017] [WorldCat] [DOI]
  90. ↑ 90.0 90.1 Duffy, P., Schmandke, A., Schmandke, A., Sigworth, J., Narumiya, S., Cafferty, W.B., & Strittmatter, S.M. (2009).
    Rho-associated kinase II (ROCKII) limits axonal growth after trauma within the adult mouse spinal cord. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 29(48), 15266-76. [PubMed:19955379] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  91. ↑ Yamashita, T., & Tohyama, M. (2003).
    The p75 receptor acts as a displacement factor that releases Rho from Rho-GDI. Nature neuroscience, 6(5), 461-7. [PubMed:12692556] [WorldCat] [DOI]
  92. ↑ Harrington, A.W., Li, Q.M., Tep, C., Park, J.B., He, Z., & Yoon, S.O. (2008).
    The role of Kalirin9 in p75/nogo receptor-mediated RhoA activation in cerebellar granule neurons. The Journal of biological chemistry, 283(36), 24690-7. [PubMed:18625710] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  93. ↑ Mimura, F., Yamagishi, S., Arimura, N., Fujitani, M., Kubo, T., Kaibuchi, K., & Yamashita, T. (2006).
    Myelin-associated glycoprotein inhibits microtubule assembly by a Rho-kinase-dependent mechanism. The Journal of biological chemistry, 281(23), 15970-9. [PubMed:16595691] [WorldCat] [DOI]
  94. ↑ Kasai, H., Matsuzaki, M., Noguchi, J., Yasumatsu, N., & Nakahara, H. (2003).
    Structure-stability-function relationships of dendritic spines. Trends in neurosciences, 26(7), 360-8. [PubMed:12850432] [WorldCat] [DOI]
  95. ↑ Matus, A. (2000).
    Actin-based plasticity in dendritic spines. Science (New York, N.Y.), 290(5492), 754-8. [PubMed:11052932] [WorldCat] [DOI]
  96. ↑ 96.0 96.1 Saneyoshi, T., & Hayashi, Y. (2012).
    The Ca2+ and Rho GTPase signaling pathways underlying activity-dependent actin remodeling at dendritic spines. Cytoskeleton (Hoboken, N.J.), 69(8), 545-54. [PubMed:22566410] [WorldCat] [DOI]
  97. ↑ Tolias, K.F., Duman, J.G., & Um, K. (2011).
    Control of synapse development and plasticity by Rho GTPase regulatory proteins. Progress in neurobiology, 94(2), 133-48. [PubMed:21530608] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  98. ↑ Zhang, H., & Macara, I.G. (2006).
    The polarity protein PAR-3 and TIAM1 cooperate in dendritic spine morphogenesis. Nature cell biology, 8(3), 227-37. [PubMed:16474385] [WorldCat] [DOI]
  99. ↑ Zhang, H., & Macara, I.G. (2008).
    The PAR-6 polarity protein regulates dendritic spine morphogenesis through p190 RhoGAP and the Rho GTPase. Developmental cell, 14(2), 216-26. [PubMed:18267090] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  100. ↑ 100.0 100.1 Irie, F., & Yamaguchi, Y. (2002).
    EphB receptors regulate dendritic spine development via intersectin, Cdc42 and N-WASP. Nature neuroscience, 5(11), 1117-8. [PubMed:12389031] [WorldCat] [DOI]
  101. ↑ Tashiro, A., Minden, A., & Yuste, R. (2000).
    Regulation of dendritic spine morphology by the rho family of small GTPases: antagonistic roles of Rac and Rho. Cerebral cortex (New York, N.Y. : 1991), 10(10), 927-38. [PubMed:11007543] [WorldCat] [DOI]
  102. ↑ 102.0 102.1 102.2 Kang, R., Wan, J., Arstikaitis, P., Takahashi, H., Huang, K., Bailey, A.O., ..., & El-Husseini, A. (2008).
    Neural palmitoyl-proteomics reveals dynamic synaptic palmitoylation. Nature, 456(7224), 904-9. [PubMed:19092927] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  103. ↑ Matsuzaki, M., Honkura, N., Ellis-Davies, G.C., & Kasai, H. (2004).
    Structural basis of long-term potentiation in single dendritic spines. Nature, 429(6993), 761-6. [PubMed:15190253] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  104. ↑ Okamoto, K., Nagai, T., Miyawaki, A., & Hayashi, Y. (2004).
    Rapid and persistent modulation of actin dynamics regulates postsynaptic reorganization underlying bidirectional plasticity. Nature neuroscience, 7(10), 1104-12. [PubMed:15361876] [WorldCat] [DOI]
  105. ↑ 105.0 105.1 105.2 Murakoshi, H., Wang, H., & Yasuda, R. (2011).
    Local, persistent activation of Rho GTPases during plasticity of single dendritic spines. Nature, 472(7341), 100-4. [PubMed:21423166] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  106. ↑ Furuyashiki, T., Fujisawa, K., Fujita, A., Madaule, P., Uchino, S., Mishina, M., ..., & Narumiya, S. (1999).
    Citron, a Rho-target, interacts with PSD-95/SAP-90 at glutamatergic synapses in the thalamus. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 19(1), 109-18. [PubMed:9870943] [PMC] [WorldCat]
  107. ↑ Camera, P., Schubert, V., Pellegrino, M., Berto, G., Vercelli, A., Muzzi, P., ..., & Di Cunto, F. (2008).
    The RhoA-associated protein Citron-N controls dendritic spine maintenance by interacting with spine-associated Golgi compartments. EMBO reports, 9(4), 384-92. [PubMed:18309323] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  108. ↑ Soderling, S.H., Langeberg, L.K., Soderling, J.A., Davee, S.M., Simerly, R., Raber, J., & Scott, J.D. (2003).
    Loss of WAVE-1 causes sensorimotor retardation and reduced learning and memory in mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 100(4), 1723-8. [PubMed:12578964] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  109. ↑ Soderling, S.H., Guire, E.S., Kaech, S., White, J., Zhang, F., Schutz, K., ..., & Scott, J.D. (2007).
    A WAVE-1 and WRP signaling complex regulates spine density, synaptic plasticity, and memory. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience, 27(2), 355-65. [PubMed:17215396] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  110. ↑ Xie, Z., Srivastava, D.P., Photowala, H., Kai, L., Cahill, M.E., Woolfrey, K.M., ..., & Penzes, P. (2007).
    Kalirin-7 controls activity-dependent structural and functional plasticity of dendritic spines. Neuron, 56(4), 640-56. [PubMed:18031682] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  111. ↑ Saneyoshi, T., Wayman, G., Fortin, D., Davare, M., Hoshi, N., Nozaki, N., ..., & Soderling, T.R. (2008).
    Activity-dependent synaptogenesis: regulation by a CaM-kinase kinase/CaM-kinase I/betaPIX signaling complex. Neuron, 57(1), 94-107. [PubMed:18184567] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  112. ↑ Ryan, X.P., Alldritt, J., Svenningsson, P., Allen, P.B., Wu, G.Y., Nairn, A.C., & Greengard, P. (2005).
    The Rho-specific GEF Lfc interacts with neurabin and spinophilin to regulate dendritic spine morphology. Neuron, 47(1), 85-100. [PubMed:15996550] [WorldCat] [DOI]
  113. ↑ Penzes, P., Beeser, A., Chernoff, J., Schiller, M.R., Eipper, B.A., Mains, R.E., & Huganir, R.L. (2003).
    Rapid induction of dendritic spine morphogenesis by trans-synaptic ephrinB-EphB receptor activation of the Rho-GEF kalirin. Neuron, 37(2), 263-74. [PubMed:12546821] [WorldCat] [DOI]
  114. ↑ Tolias, K.F., Bikoff, J.B., Kane, C.G., Tolias, C.S., Hu, L., & Greenberg, M.E. (2007).
    The Rac1 guanine nucleotide exchange factor Tiam1 mediates EphB receptor-dependent dendritic spine development. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 104(17), 7265-70. [PubMed:17440041] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  115. ↑ Fu, W.Y., Chen, Y., Sahin, M., Zhao, X.S., Shi, L., Bikoff, J.B., ..., & Ip, N.Y. (2007).
    Cdk5 regulates EphA4-mediated dendritic spine retraction through an ephexin1-dependent mechanism. Nature neuroscience, 10(1), 67-76. [PubMed:17143272] [WorldCat] [DOI]
  116. ↑ Ramakers, G.J. (2002).
    Rho proteins, mental retardation and the cellular basis of cognition. Trends in neurosciences, 25(4), 191-9. [PubMed:11998687] [WorldCat] [DOI]
  117. ↑ Nadif Kasri, N., Nakano-Kobayashi, A., Malinow, R., Li, B., & Van Aelst, L. (2009).
    The Rho-linked mental retardation protein oligophrenin-1 controls synapse maturation and plasticity by stabilizing AMPA receptors. Genes & development, 23(11), 1289-302. [PubMed:19487570] [PMC] [WorldCat] [DOI]
  118. ↑ Nakano-Kobayashi, A., Kasri, N.N., Newey, S.E., & Van Aelst, L. (2009).
    The Rho-linked mental retardation protein OPHN1 controls synaptic vesicle endocytosis via endophilin A1. Current biology : CB, 19(13), 1133-9. [PubMed:19481455] [PMC] [WorldCat] [DOI]
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